Забор крови на гемокультуру при брюшном тифе

Показания: подозрение на брюшной тиф, минингококковую инфекцию (менингококкцемию).

1. Одноразовый шприц с иглой с большим просветом.

2.Флакон с питательной средой.

3.Стерильные марлевые шарики, смоченные в 70% этиловом спирте.

4.Спиртовка или тампон, смоченный спиртом.

11.Ёмкость с дезинфицирующим раствором.

12.Лоток для использованного материала.

1.Установить доверительные отношения с пациентом.

2.Объяснить пациенту цель и ход процедуры, получить согласие.

3.Помочь пациенту занять удобное положение (сидя или лёжа).

4.Под локоть пациента подложить клеёнчатую подушку, обёрнутую стерильной салфеткой.

1.Обработать руки на гигиеническом уровне, надеть стерильные перчатки.

2.Подготовить стерильный лоток со стерильной салфеткой, стерильной иглой для венепункции и шприцом

3.Осмотреть и пропальпировать вену.

4.Исследовать пульс на лучевой артерии.

5.Наложить жгут на плечо пациента, обёрнутое стерильной пелёнкой.

6.Повторно исследовать пульс.

7.Попросить пациента «работать кулаком».

8.Дважды обработать кожу внутренней поверхности локтевого сгиба спиртом в направлении от периферии к центру (сначала большую поверхность, затем только место венепункции).

9.В правую руку взять иглу со шприцом попросить пациента зажать кулак.

11.Большим пальцем левой руки зафиксировать вену, правой рукой выполнить венепункцию. Забрать

кровь в количестве 5-10-15 мл.

12. Попросить пациента разжать кулак, снять жгут и приложив к месту венепункции стерильный марлевый шарик, смоченный спиртом, извлечь иглу со шприцом.

13.Попросить пациента согнуть руку в локтевом суставе или наложить давящую повязку.

14.Снять иглу со шприца стерильным пинцетом.

15. Взять флакон с питательной средой, снять пробку. Горлышко флакона обжечь над горящей спиртовкой или зажжённым марлевым шариком, смоченным спиртом.

16. Кровь вылить во флакон с жидкой питательной средой (желчный, сахарный бульон). Соотношение крови и питательной среды должно быть 1:10.

17. После завершения посева горлышко флакона вновь обжечь над пламенем спиртовки и закрыть пробкой.

1.Пациента проводить в палату.

2. Собранный материал доставить в лабораторию без промедления и поместить в термостат.

Возможные осложнения: гематома, инфицирование, нарушение стерильности пробы

1. Забор крови необходимо осуществлять в первые дни от начала заболевания до начала антибактериальной терапии, на фоне лихорадки.

2. Если посев производится в вечернее или ночное время, когда лаборатория не работает, флакон поставить в термостат, имеющийся в отделении или приемном покое.

3.Утилизация игл и шприцов проводится в соответствии со стандартом.

-поинтересоваться у пациента его самочувствием, успокоить пациента, если он испытывает страх перед манипуляцией.

-рассказать пациенту, для какого исследования проводится забор крови.

-объяснить пациенту, что при выполнении процедуры в другом положении возможно осложнение – обморок.

-пояснить, что данное положение руки облегчит прокалывание вены.

— посев производится в условиях стерильности. Медицинский работник надевает стерильные халат, шапочку, маску непосредственно перед посевом.

-объяснить, что это необходимо для выбора наилучшего места для венепункции.

-объяснить пациенту, что это способствует наполнению вены и облегчит введение иглы.

-предупредить пациента об уколе и попросить его отвернуться при боязни вида крови и сообщить медсестре о появлении головокружения, тошноты и других симптомов.

— Объем взятой крови зависит от возраста и от даты от начала заболевания.

-наблюдать за реакцией пациента во время забора крови.

-объяснить пациенту, что это снизит риск заноса инфекции.

-пояснить, что давящая повязка уменьшит кровопотерю из вены и снизит риск образования гематомы.

— это необходимо для сохранения стерильности при посеве крови на гемокультуру.

источник

Цель: определить вид возбуди геля инфекционного заболевания и его чувствительность к антибиотикам.

Оснащение: Шприц для однократного применения, лоток стерильный с тампонами и пинцетом, жгут резиновый, салфетка (подложить под жгут), 70% этиловый спирт, спецодежда (стерильный халат, маска, перчатки), чистые пробирки в штативе.

Дополнительное оснащение: — стерильные флаконы со средами (в 1-ю неделю заболевания получить флакон со 100 мл; во 2-ю неделю 150 мл; 3-я педеля -200мл) полученными в бактериологической лаборатории к моменту забора крови;

Техника забора крови на серологическое и биохимическое исследование

Цель: лабораторная диагностика инфекционных болезней.

Оснащение: шприц для одноразового применения лоток стерильный с ватными тампонами и пинцетом, жгут резиновый, салфетка (подложить под жгут), 70% этиловый спирт, спецодежда (медицинский халат, маска, перчатки).

Чистые пробирки в штативе.

Техника постановки и учет кожно-аллергологической пробы

Цель: определение повышенной чувствительности макроорганизма к возбудителю и его токсинам, для диагностики бруцеллеза, туляремии, токсоплазмоза, брюшного тифа, орнитоза, дизентерии, Ку-лихорадки и др.

Оснащение: туберкулиновый шприц с иглой, 70% этиловый спирт, аллерген (бруцеллин, тулярин).

Последнее изменение этой страницы: 2016-04-21; Нарушение авторского права страницы

источник

5.Для посева крови необходимо приготовить:

Оснащение: шприц, стерильный лоток, ватные шарики, 70% спирт, клеенчатая подушечка, жгут, стерильные перчатки, желчный бульон

2.надеваем стерильные перчатки

3.под локоть пациента подкладываем клеенчатую подушечку

4.на среднюю треть плеча накладываем и завязываем жгут на рубашку или салфетку

5.просим пациента нескольок раз сжать кулак, одновременно обрабатываем область локтевого сгиба последовательно 2 ватными шариками, смоченными спиртом

6.проверяем проходимость иглы и отсутствие воздуха в игле

7.берем шприц в правую руку: указательным пальцем фиксируем канюлю иглы, остальные пальцы охватывают цилиндр

8.левой рукой натягивает кожу в области локтевого сгиба, несколько смещая ее к переферии, чтобы фиксировать вены (кулак пациента сжат)

9.не меняя положения шприца в руке, держа игру срезом вверх, почти параллельно коже, прокалываем кожу и пунктируем вену, пока не ощутим попадание в пустулу

10.убеждваемся, что игла в вене, тянем поршень на себя — в шприце появится кровь, набираем необходимый объем крови (5-10 мл)

12.прижимаем к месту инъекции ватный шарик, смоченный спиртом, извлекаем иглу.

Часть D Составить плане беседы в школе по профилактике ЧМТ.

Задания: Билет № 22

К больному С., 42 лет, был вызван фельдшер скорой помощи с жалобами на слабость, головную боль, повышение температуры до 39С, озноб. Болен 5-й день, все дни отмечал слабость, периодические подъемы температуры до 40С. Повышению температуры предшествовал сильный озноб. Падение температуры происходит резко и сопровождается сильной потливостью. Лихорадочные приступы повторяются через 1 день.

При осмотре: состояние средней тяжести, бледен, склеры субиктеричены, сыпи нет. В легких дыхание везикулярное. Пульс 94 уд/мин, тону сердца приглушены, АД 115/75 мм рт.ст. Язык обложен, влажный. Живот мягкий, слегка болезненный в правом и левом подреберьях. Печень увеличена на 2 см., пальпируется селезенка. Менингиальных симптомов нет. Физиологические отправления в норме.

Эпидемиологический анамнез: последние 2 года жил с семьей в Пакистане, возвратился 18 дней тому назад.

1.Сформулируйте и обоснуйте предположительный диагноз.

2.Составьте план обследования больного.

3.Перечислите возможные осложнения и назовите методы их профилактики.

4.Определите дальнейшую тактику фельдшера.

5.Продемонстрируйте технику приготовления мазка и толстой капли крови.

1.Предполагаемый диагноз.-.малярия трехдневная. Поставлен на основании клинических данных: интоксикация, перемежающая лихорадка, протекающая с ознобом, жаром, потливостью, периодичность лихорадочных приступов — через 1 сутки, и два дня апирексии, гепатоспленомегалия. На основании эпидемиологического анамнеза — пребывание в районе, эндемичном малярии.

2.Общий анализ крови — эритроцитопения. ретикулоцитоз, нейтрофильный лейкоцитоз, увеличение СОЭ. Общий анализ мочи — низкая плотность мочи, выраженная протеинурия. Биохимическое исследование крови — повышение содержания мочевины и креатинина, повышение свободной фракции билирубина, вследствие внутрисосудистого гемолиза, паразитологическое исследование — нахождение в мазке крови и толстой капле крови плазмодия — vivax.

3.Осложнения — малярийная кома — проявляется сильной головной болью, многократной рвотой, беспокойством больного, сменяющимся психической и физической вялостью, потерей сознания, затем возбуждением, появлением патологических рефлексов. В период глубокой комы — полная арефлексия, утрата сознания.комы — полная арефлексия, утрата сознания.

Гемоглобинурийная лихорадка обычно развивается при топической малярии на фоне лечения хинином и связана с острым внутрисосудистым гемолизом. Развивается внезапно потрясывающий озноб, быстрый подъем температуры, боль в пояснично-крестцовой области, рвота, желтуха. Диурез уменьшается. Моча приобретает темно-коричневый или черный цвет. Острая почечная недостаточность — развивается в результате нарушения микроциркуляции в почках.

Техника приготовления мазка и толстой капли крови — согласно алгоритму действия.

Часть D Составить план беседы о профилактике туберкулеза для персонала школы.

Задания: Билет № 24

Вы работаете фельдшером скорой помощи. Прохожий останавливает вашу машину, едущую с вызова. На обочине дороги лежит мужчина средних лет.без сознания.

Объективно: неконтактен, речь отсутствует, болевая реакция сохранена. На лице множественные ушибленные рваные раны, в лобной части подкожная гематома. На волосистой части головы, в затылочной области, подкожная гематома без повреждения кожных покровов. Левый зрачок немного шире, чем правый. АД 80/60 мм рт.ст. пульс 64 уд/мин, дыхание поверхностное, учащенное. ЧДД 26 в минуту.

1. Определите неотложное состояние, развившееся у пациента.

2. Составьте алгоритм оказания неотложной помощи и обоснуйте каждый этап.

3. Продемонстрируйте технику

1.Открытая черепно-мозговая травма (ушиб головное мозга).

Основание: данные объективного осмотра: нарушение сознания, ранение головы, нарушение сердечной и дыхательной деятельности (гипония и одышка).

2.Алгоритм оказания неотложной помощи:

-ввести гормоны (преднизолон, дексаметазон) в/в для стимуляции сердечной и дыхательной деятельности и снижения внутричерепного давления; при отсутствии гормонов ввести аналептики (кордиамин и кофеин);

-наложение асептической повязки на область ран с предварительной обработкой 3% раствором перекиси водорода

-убедиться в проходимости верхних дыхательных путей, при необходимости очистить ротовую полость от слизи и зубных протезов и установить воздуховодную трубку

транспортировать на носилках в нейрохирургический стационар.

Часть С Продемонстрируйте технику исследования пульса.

Часть D Составить план беседы в школе о вреде фастуфуда.

Задания. Билет № 25

Вы работаете фельдшером здравпункта без врача. К Вам обратился мужчина 49 лет с жалобами на сильные боли в области нижней челюсти слева, боль и подвижность нижних левых жевательных зубов, затрудненное смыкание зубов, затрудненный прием пищи. Возникновение болей связывает с травмой, которую получил на рабочем месте — оступился и ударился о край своего станка.

Объективно: состояние средней тяжести, нарушение конфигурации лица вследствие вынужденного положения нижней челюсти — рот полуоткрыт, слюнотечение и кровотечение изо рта зубные ряды не смыкаются, при пальпации контуров нижней челюсти выражена боль, определяется неровность в области угла нижней челюсти слева, определяется подвижность отломков нижней челюсти.

Часть С Продемонстрируйте технику измерения АД.

Часть D Составить план беседы о профилактике полиомиелита для персонала детского сада.

1.Сформулируйте и обоснуйте предположительный диагноз.

2.Назовите дополнительные методы исследования для уточнения диагноза.

3.Расскажите об объеме доврачебной помощи и правилах транспортировки по назначению.

4.Составьте план диагностических исследований в стационаре.

5.Продемонстрируйте технику измерения АД.

1.У больного перелом нижней челюсти. Заключение основано на данных анамнеза — наличие травмы, выраженный болевой симптом и данных объективного исследования — вынужденное положение нижней челюсти, подвижность отломков челюсти и боль при пальпации, нарушение прикуса, кровотечение и слюнотечение изо рта.

2.Дополнительные симптомы, которые можно выявить при пальпации — подвижность зубов в области перелома. Для подтверждения диагноза необходимо рентгенологическое обследование, которое поможет определить точную локализация перелома и его характеристику. По состоянию больной не нуждается в госпитализации, для оказания специализированной помощи он должен быть направлен в стоматологическую поликлинику.

а)с целью профилактики асфиксии необходимо провести осмотра полости рта на наличие инородных тел (сгустка крови, коронки зубов и др.)

б)с целью обезболивания ввести парентерально препараты спазмолитического и анальгетического действия

в)провести вправление челюсти

г)закрепить отломки челюсти в положении прикуса при помощи круговой повязки

д)направить в стоматологическую поликлинику для оказания специализированной врачебной помощи.

4.Диагностическая и лечебна программа в стоматологической поликлинике:

-рентгеноскопия головы в 2 х проекциях, проведение местной анестезии (05; 1.2% раствор новокаина, 2% раствор лидокаин и др.)

-изготовление и фиксация индивидуальных шин по Тигерштедту с зацепными петлями * рекомендации больному по уходу за полостью рта и питанию

-назначение сроков контрольного посещения.

5.Техника измерения АД — согласно алгоритму.

Часть D Составить план беседы о профилактике полиомиелита для персонала детского сада

Задача: Вы пришли на вечеринку к друзьям. Было весело, играла классная музыка, девочки, и мальчики шумно развлекались, каждый по – своему. Спиртные напитки были на любой вкус, с закуской правда была «напряженка». Вам, почему-то было не весело. Выпивать Вы не любитель, да и не все развлечения были Вам по душе. Вы пошли искать друга Петю, чтобы сказать ему, что идете домой. Нашли вы его в ванной, его непрерывно рвало. Он сказал, что ему очень плохо и попросил не бросать его одного в этой компании. С трудом Вы добрались до Вашего дома. Утром Петя рассказал, что выпил не очень много, но это было в первый раз, в другой раз он надеется, что легче перенесет употребление спиртных напитков.

Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:

Лучшие изречения: Студент — человек, постоянно откладывающий неизбежность. 10196 — | 7222 — или читать все.

193.124.117.139 © studopedia.ru Не является автором материалов, которые размещены. Но предоставляет возможность бесплатного использования. Есть нарушение авторского права? Напишите нам | Обратная связь.

Отключите adBlock!
и обновите страницу (F5)
очень нужно

источник

1. Кровь для посева подвергают исследованию при подъеме температуры у больного в начале озноба.

2. Объем крови составляет 5-10 мл, берут из локтевой вены.

3. Посев рекомендуется производить непосредственно после взятия в 50-100 мл среды обогащения в колбу объемом 250 мл.

4. При невозможности проведения посева, сразу после забора крови, помещают в стерильную пробирку, содержащую антикоагулянт и транспонируют в лабораторию. Хранить материал можно не более 2 часов в холодильнике при +4°С.

Для получения копрокультуры у больных забирают испражнения:

1. Посев для выделения сальмонелл производят из жидкой части испражнений.

2. Посев фекалий можно производить прямым способом — на среды обогащения и плотные; при этом небольшое количество испражнений размешивают в физиологическом растворе. Оставляют на 30 минут для оседания крупных частиц. С поверхности берут одну каплю материала, которую засевают на дифференциально-диагностические среды для выделения сальмонелл (агар Плоскирева, висмут-сульфитный агар).

С 8-го дня заболевания в крови у больных брюшным тифом можно обнаружить агглютинины. Для постановки реакции агглютинации необходимо иметь сыворотку больного и диагностикумы — взвеси убитых бактерий брюшного тифа, паратифы А и В (реакция Видаля). У больного из вены берут в пробирку 1-2 мл крови. Для ускорения свертывания крови пробирку ставят на 30 минут в термостат. Затем свернувшуюся кровь некоторое время дают отстояться на холоде, далее осторожно отделяют сгусток обожженной петлей от стенок пробирки, после чего сыворотку отсасывают. Кровь для» получения сыворотки можно взять и посредством укола мякоти безымянного пальца. Из сыворотки с помощью физиологического раствора готовят три ряда разведений: 1:100, 1:200, 1:400, 1:600 каждое в объеме 1 мл. Затем в пробирки с разведенной сывороткой добавляют по 1-2 капле диагностикумов тифа и паратифа А и В. Для контроля реакции в конце каждого ряда помещают пробирку, в которой смешивают по 1 мл физиологического раствора и по 1-2 капле соответствующих диагностикумов. Пробирки ставят на 2 часа в термостат, после чего учитывают предварительный результат реакции. Окончательный результат отмечают на второй день после стояния пробирок в условиях комнатной температуры. Реакция считается положительной при наличии агглютинации в разведении сыворотки не менее чем 1:200.

Реакция Видаля может дать положительный результат не только у больных, но и у лиц, до того перенесших брюшной тиф («анамнестический Видаль»). Кроме того, положительная реакция иногда является результатом проведенных ранее прививок («прививочный Видаль»). «Анамнестический» и «прививочный Видаль» отличают от инфекционного следующим образом. Реакцию Видаля ставят повторно на протяжении болезни. В случае заболевания брюшным тифом с каждым днем происходит нарастание титра антител, то есть положительная реакция отмечается все в больших разведениях сыворотки. Этого не наблюдается при «анамнестическом» или «прививочном Видале».

Для этиотропного лечения используют антибиотики или другие химиотерапевтические препараты.

Специфическая профилактика тифо-паратифозного заболевания проводится убитыми и химическими вакцинами по эпидемическим показаниям, контактным лицам — экстренная фагопрофилактика сальмонеллезными поливалентными бактериофагами.

Сальмонеллы — возбудители гастроэнтероколитов. К данной группе относятся возбудители сальмонеллезов, кли нически проявляющиеся у людей в виде гастроэнтероколитов, возни кающих в результате пищевых токсикоинфекций. К ним относятся разнообразные серовары сальмонелл: S. typhimurium, S. enterididis, S. anatum Патогенность и патогенез. К факторам вирулентности относятся микрокапсула, белки наружной мембраны клеточной стенки, которые способствуют адгезии на энтероцитах тонкой кишки. Затем они проникают в энтероциты и в составе фагосомоподобных вакуолей, где фагоцитируются макрофагами. Вместе с тем сальмонеллы мед ленно размножаются в организме из-за того, что они нуждаются в F++. Многие из них, например, S. typhimurium, имеют плазмиду ColB, которая способна отбирать Fe-н — от гемоглобина. Этот признак также можно рассматривать как проявление вирулентных свойств патоген ных бактерий. Существенное значение в возникновении и развитии сальмонеллезов имеет количество бактерий, поступивших в кишечник. При разрушении сальмонелл освобождается эндотоксин (ЛПС), оказывающий неспецифическое полифункциональное действие (на рушение функций нервной, сердечно-сосудистой и пищеварительной систем). Кроме того, сальмонеллы продуцируют энтеротоксин (типа термолабильного токсина Е. coli), механизм действия которого заключается в нарушении водно-солевого обмена, что приводит к диа рее и обезвоживанию организма. Заболевание обычно протекает в течение 3-5 дней и заканчивается выздоровлением. При генерализации процесса болезнь затягивается.

Иммунитет. При сальмонеллезах имеет место гуморальный и частично клеточный иммунный ответ, которые не приводят к развитию напряженного иммунитета, в отличие от брюшного тифа и паратифов.

Экология и эпидемиология. Как указывалось выше, сальмонеллезы являются зоонозно-антропонозными инфекциями. Заражение происходит при употреблении в пищу мяса крупного рогатого скота, свиней, кур, а также яиц. Инфицирование мяса может быть прижизненным, а также происходить в процессе убоя, разделки туш, при хранении, транспортировке и кулинарной обработке. Кроме мяса источником инфекции могут быть кондитерские изделия, при изготовлении которых используют зараженные яйца. К сальмонеллезам одинаково восприимчивы взрослые и дети, у которых заболевание про текает тяжелее. В отличие от многих других бактерий сальмонеллы могут размножаться при 4-6°С и длительно сохраняться в замороженных мясных изделиях. Лабораторная диагностика. Окончательный диагноз пищевой токсикоинфекции устанавливают только после выделения возбудите ля из организма больных людей и пищевых продуктов. Для этого проводят бактериологические исследования, которые обязательно за вершаются определением серовара выделенной чистой культуры саль монеллы, что необходимо для выявления источника инфекции. При пищевых токсикоинфекциях, вызванных другими бактериями (Е. coli, Proteus и др.), также необходима их идентификация с установлением вида и серовара или биовара. Определение серовара проводят с по мощью монорецепторных сывороток.

Профилактика и лечение. Основное значение в профилактике сальмонеллезов придается проведению ветеринарно-санитарных и других противоэпидемических мероприятий. Антибиотики применя ют только для лечения генерализованных форм сальмонеллеза

источник

4.2. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Бактериологическая диагностика брюшного тифа и паратифов А, В и С

Дата введения: с момента утверждения

1. РАЗРАБОТАНЫ: ФГУН Санкт-Петербургский НИИЭМ им. Пастера Роспотребнадзора (Л.А.Кафтырева, З.Н.Матвеева, Г.Ф.Трифонова); ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И.Мечникова» Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию (А.Г.Бойцов).

2. РЕКОМЕНДОВАНЫ К УТВЕРЖДЕНИЮ Лабораторным Советом Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (протокол от 24.12.07 N 11фц/5327).

3. УТВЕРЖДЕНЫ Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 29 декабря 2007 г. 0100/13745-07-34

4. ВВЕДЕНЫ В ДЕЙСТВИЕ с момента утверждения.

1.1. В методических рекомендациях изложены основные принципы и особенности бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С; содержатся современные сведения о биологических свойствах возбудителей, резистентности к антибактериальным препаратам, о питательных средах для их выделения и особенностях дифференциации возбудителей брюшного тифа и паратифов от других серологических вариантов сальмонелл.

1.2. Методические рекомендации предназначены для специалистов микробиологических лабораторий, проводящих соответствующие исследования.

АБП — антибактериальный препарат

ВСА — висмут-сульфит агар

ЛПУ — лечебно-профилактическое учреждение

МПК — минимальная подавляющая концентрация

П — промежуточный

У — устойчивый

Ч — чувствительный

РИФ — реакция иммунофлюоресценции

ЦНС — центральная нервная система

В таблицах:

«+» — положительная реакция в первые сутки;

«-» — отрицательная реакция на 4-20 сутки;

«(+)» — замедленная положительная реакция на 2-20 сутки;

d — различные ферментативные реакции.

Возможна дифференциация на ферментативные варианты.

3.1. Брюшной тиф и паратифы А, В и С являются антропонозными кишечными инфекциями, вызываемыми микроорганизмами Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi A, Salmonella Paratyphi В и Salmonella Paratyphi С. В настоящее время чаще регистрируется брюшной тиф, реже — паратиф В, редко — паратиф А и крайне редко — паратиф С.

3.2. Заболевания характеризуются язвенным поражением лимфатической системы тонкой кишки, бактериемией, лихорадкой, циклическим клиническим течением с выраженной интоксикацией, розеолезной сыпью на кожных покровах туловища, гепато- и спленомегалией. Более характерен запор, нежели диарея. Изъязвление пейеровых бляшек подвздошной кишки примерно в 1% случаев приводит к кишечному кровотечению и прободению кишечника с самыми неблагоприятными последствиями для больного.

3.3. Диагноз брюшного тифа и паратифов А, В и С ставится на основании клинических признаков болезни с учетом эпидемиологического анамнеза и данных комплексного лабораторного обследования, которое включает классические бактериологический и серологический методы. Бактериологическая диагностика имеет приоритетное значение, т.к. в этом случае удается получить наиболее полную информацию о биологических свойствах возбудителя, включая его чувствительность к антибактериальным препаратам.

3.4. Применение антимикробных препаратов для этиотропной терапии брюшного тифа и паратифов позволило, с одной стороны, снизить летальность с 10-20% до уровня менее 1%, а с другой стороны — осложнило лабораторную диагностику, т.к. нередко забор материала для лабораторного исследования осуществляется уже после начала антибиотикотерапии. Этот факт заставляет более тщательно подходить к вопросу выбора материала для исследования, взятия исследуемого материала, техники исследования.

3.5. Современной особенностью эпидемиологии брюшного тифа является резкое увеличение частоты завоза (заноса) инфекции с эндемичных по этому заболеванию территорий, стран ближнего и дальнего зарубежья, а также заражение жителей России при выезде в эти страны и в процессе миграции внутри страны. Другой особенностью является наличие обширного контингента высокого эпидемиологического риска в виде лиц без определенного места жительства, среди которых регистрируется высокая заболеваемость брюшным тифом.

3.6. Данные методические рекомендации составлены с целью унификации методов бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С, а также правильной интерпретации результатов лабораторного исследования с учетом современных особенностей клиники, лечения и эпидемиологической обстановки на конкретных территориях.

Показанием к проведению бактериологического исследования биологического материала на наличие возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С является необходимость обследования:

4.1) больных с подозрением на тифопаратифозное заболевание, а также с лихорадкой неясной этиологии, продолжающейся 5 и более дней;

4.2) лиц, общавшихся с больными брюшным тифом и паратифами А, В, С;

4.3) работников отдельных профессий, производств и организаций при поступлении на работу и по эпидемиологическим показаниям;

4.4) лиц перед поступлением в стационары и специализированные санатории по клиническим и эпидемиологическим показаниям;

4.5) лиц при оформлении на стационарное лечение в больницы (отделения) психоневрологического (психосоматического) профиля, дома престарелых, интернаты для лиц с хроническими психическими заболеваниями и поражениями ЦНС, в другие типы закрытых учреждений с круглосуточным пребыванием;

4.6) больных брюшным тифом и паратифами после исчезновения клинических симптомов перенесенного заболевания перед выпиской из стационара;

4.7) лиц, переболевших брюшным тифом и паратифами, во время диспансерного наблюдения;

4.8) хронических бактерионосителей, выявленных среди работников отдельных профессий, производств и организаций, при повторном поступлении на работу на указанные предприятия и объекты;

4.9) секционного материала при подозрении на заболевание брюшным тифом и паратифами.

5.1. Стандартное испытательное и вспомогательное оборудование, средства измерения для микробиологических лабораторий.

5.2. Питательные среды, диагностические сыворотки и химические реагенты для культивирования, выделения, идентификации и определения чувствительности к антибактериальным препаратам возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С.

5.3. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

6.1. Принцип бактериологического метода основан на обнаружении живых микроорганизмов в различных биологических субстратах (кровь, моча, кал, желчь, костный мозг, розеолы) в зависимости от стадии заболевания. Для этого производят посев определенного количества биологического материала на специальные питательные среды с последующей инкубацией в термостате и идентификацией выросших колоний микроорганизмов, характерных для S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С, по культурально-ферментативным свойствам и антигенной характеристике.

6.2. Только бактериологическое исследование может обеспечить точную постановку этиологического диагноза и контроль освобождения организма от возбудителя. В отношении дифференциальной диагностики брюшного тифа и паратифов единственным методом является лабораторное исследование биологического материала с выделением возбудителя и идентификация его до уровня серологического варианта, т.к. клиническое течение инфекционного процесса не всегда позволяет различить эти нозологические формы.

7.1. Выделение возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С проводят по одной и той же схеме бактериологического исследования биоматериалов.

7.2. Порядок сбора материала для лабораторных исследований на тифо-паратифозные заболевания определен СП 3.1.1.2137-06.

7.3. Техника сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории описана в МУ 4.2.2039-05.

7.4. Материалом для бактериологического исследования с целью диагностики брюшного тифа и паратифов являются:

кровь;

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

Возбудители могут быть также выделены из:

розеол;

костного мозга;

грудного молока.

Материалом для бактериологического исследования с целью выявления бактерионосителей, согласно СП 3.1.1.2137-06, являются:

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

7.5. Исследование секционного материала проводится с целью уточнения диагноза.

7.6. Сбор биологического материала для лабораторных исследований осуществляется до начала этиотропного лечения: медицинским работником, заподозрившим тифо-паратифозную инфекцию; при групповой и вспышечной заболеваемости — специалистами учреждений Роспотребнадзора и персоналом лечебно-профилактических учреждений. От госпитализируемых больных материал для бактериологического исследования забирается в приемном отделении стационара.

7.7. От лиц, общавшихся с больными или носителями (контактными), сбор материала проводится медицинскими работниками ЛПУ и других организаций и учреждений по месту выявления больных.

7.8. Биоматериал для лабораторного исследования сопровождают специальным направлением. Доставка материала самими обследуемыми не допускается. При невозможности своевременной доставки материала используют консерванты и транспортные среды (табл.1).

Показанием к исследованию крови является подозрение на тифо-паратифозные заболевания или лихорадочное состояние невыясненного происхождения (лихорадка неясного генеза), наблюдающееся в течение 5 и более дней (СП 3.1.1.2137-06).

Соотношение кровь — питательная среда должно быть 1:10-1:60. Количество независимо отбираемых проб крови и время их взятия определяется лечащим врачом согласно МУ 4.2.2039-05 при лихорадке неясного генеза или согласно МУ 04-723/3 МЗ СССР (1984) при подозрении на тифо-паратифозные заболевания. У больных, получающих антибактериальные препараты, пробы необходимо собирать непосредственно перед введением (приемом) следующей дозы препарата.

При наличии лихорадки оптимальным является взятие крови на фоне повышения температуры тела (но не на пике температуры!). Посев на питательные среды проводят непосредственно у постели больного.

При подозрении на тифо-паратифозные заболевания для посева крови можно использовать среду Рапопорт, 20%-й желчный бульон, мясопептонный бульон с добавлением 1%-й глюкозы (во флаконах по 100 мл). Ранее использовали посев крови в стерильную дистиллированную (водопроводную) воду. Однако предпочтительнее использовать специальные среды для посева крови.

Количество засеваемой крови в разгар лихорадки может составлять 10 мл, в более поздние сроки — до 20 мл (у детей — до 5 мл).

При лихорадке неясного генеза продолжительностью более 5 дней, как правило, должны исследоваться несколько проб крови. Взятие крови из вены проводят согласно МУ 4.2.2039-05. Это необходимо для дифференциации истинной бактериемии от случайной контаминации крови при венопункции (вероятность загрязнения пробы вследствие случайного прокола сальной или потовой железы составляет 3%). Для посева крови в этом случае используют две среды: 1) среду для аэробов и факультативных анаэробов и 2) среду для облигатных анаэробов (например, «двойная» среда + тиогликолевая среда согласно приказу МЗ СССР от 12.04.85 N 535) или универсальную среду для аэробов и анаэробов.

Предпочтительно использовать промышленно произведенные среды, разрешенные к применению в России.

Посевы инкубируют при 37 °С в течение 10 суток с ежедневным просмотром. При этом флаконы с «двойной» средой наклоняют, омывая плотную часть среды.

При отсутствии признаков роста на 10-й день выдается отрицательный ответ.

При наличии признаков роста (помутнение, покраснение среды Рапопорт, появление видимых колоний на плотной части «двойной» среды) проводят высев параллельно на полиуглеводную среду и плотную среду в чашках Петри (кровяной агар в случае лихорадки неясного генеза и среда Эндо при подозрении на тифо-паратифозные заболевания).

Прямой высев на полиуглеводные среды проводят для сокращения сроков исследования, исходя из предположения, что при посеве крови с высокой вероятностью будет наблюдаться рост монокультуры возбудителя. Для контроля этого предположения и выделения чистой культуры путем откола отдельных колоний необходим параллельный высев на среду Эндо или кровяной агар.

Если на этих средах наблюдается рост монокультуры, то можно учитывать биохимические свойства по полиуглеводной среде. Для контроля чистоты культуры необходимо провести микроскопию мазка с полиуглеводной среды, окрашенного по Граму. На этом этапе возможна также постановка реакции агглютинации на стекле с соответствующими агглютинирующими О- и Н-сальмонеллезными сыворотками и выдача предварительного ответа.

Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы представлена на рис.1.

Рис.1. Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы

Схема бактериологического исследования крови пациентов при лихорадке неясного генеза представлена на рис.2.

Рис.2. Схема бактериологического исследования крови пациентов с лихорадкой неясного генеза

Ход дальнейшей идентификации культуры по культурально-морфологическим, ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Транспортные среды и консерванты, наиболее часто используемые для транспортирования испражнений

всех кишечных патогенов, включая кампилобактерии

всех энтеробактерий, кроме иерсиний; предпочтительна для шигелл

всех энтеробактерий, включая кампилобактерии

Пробы испражнений, собранные непосредственно из прямой кишки с помощью ректального тампона, используют преимущественно для объективизации диагноза (МУ 4.2.2039-05). Взятие материала осуществляется средним медицинским персоналом. Как правило, специальный зонд для взятия мазка входит в состав транспортной системы. Важно отметить, что попадание транспортных сред на слизистую прямой кишки недопустимо! Поэтому ректальный тампон должен погружаться в транспортную среду только после взятия материала. Больного просят лечь на бок с притянутыми к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Зонд-тампон вводят в задний проход на глубину 4-5 см и, аккуратно вращая его вокруг оси, собирают материал с крипт ануса. Осторожно извлекают зонд-тампон и погружают его в транспортную среду. Транспортирование тампона без среды не допускается.

В лаборатории посев проб испражнений проводят непосредственно на плотные дифференциально-диагностические питательные среды и параллельно на среду обогащения.

Схема бактериологического исследования испражнений представлена на рис.3.

Рис.3. Схема бактериологического исследования испражнений

Из нативных испражнений готовят суспензию в 0,9%-м растворе хлорида натрия в соотношении 1:5-1:10, оставляют на 30 мин для оседания крупных частиц. После этого одну каплю надосадочной жидкости засевают на чашки с плотными питательными средами и 1 мл суспензии — в среду обогащения (соотношение материал-среда должно быть 1:5).

Испражнения, доставленные в лабораторию в консерванте (транспортной среде), перед посевом должны быть тщательно гомогенизированы в среде, после чего проводят прямой посев материала на плотные среды и среду обогащения в тех же соотношениях, что и нативные испражнения.

Пробы испражнений, собранные с помощью ректального тампона, исследуются аналогично испражнениям, доставленным в консерванте. Следует помнить, что ректальный тампон содержит меньшее количество микроорганизмов по сравнению с нативными испражнениями, поэтому посевная доза должна быть увеличена.

Максимальное выявление S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С в испражнениях достигается при использовании сред обогащения, хотя у больных в остром периоде заболевания возбудитель достаточно часто выделяют и при прямом посеве. Посев на среды обогащения параллельно с прямым высевом обязателен!

Все посевы инкубируют при 37 °С на дифференциально-диагностических средах 18-24 ч, на висмут-сульфит агаре — 24-48 ч. Через 24 ч проводят высев со сред обогащения на плотные среды (висмут-сульфит агар или среду Эндо). Колонии, характерные для данных возбудителей, выросшие на плотных средах, отсевают на полиуглеводную среду.

Необходимо отметить, что техника распределения материала по поверхности чашки с плотными средами должна обеспечить рост изолированных колоний типичного вида, по которому можно визуально оценить культуральные свойства микроорганизма.

Для выделения S. Typhi предпочтительнее использовать висмут-сульфит агар (ВСА). Типичные колонии S. Typhi имеют черный цвет и окружены черным или коричневым ободком с металлическим блеском. Однако при обильном росте S. Typhi часто не дает характерного почернения ВСА, поэтому чашки должны быть засеяны так, чтобы обеспечить рост отдельных колоний.

Пробы фекалий можно засевать на стандартные селективные среды для энтеробактерий, разрешенные к применению на территории Российской Федерации. Тем не менее, для выделения S. Турhi предпочтительнее всего использовать висмут-сульфит агар. Ход дальнейшей идентификации культур по ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Посев мочи производят для диагностики с первых дней заболевания и вплоть до выписки больного, а также с целью выявления бактерионосительства. Так как при тифе и паратифах выделение возбудителя с мочой происходит периодически и кратковременно, исследования мочи необходимо проводить повторно с промежутками 5-7 дней.

Следует строго придерживаться общих правил сбора мочи, изложенных в МУ 4.2.2039-05. Вне зависимости от способа получения мочи, она должна быть доставлена в лабораторию в течение 2 ч. В крайнем случае допускается хранение мочи в течение ночи в холодильнике.

Следует помнить, что в зависимости от химического состава мочи бактерии в ней могут при хранении как отмирать, так и размножаться.

Увеличение срока сохранения материала может крайне затруднить интерпретацию результата.

Производят прямой посев мочи (или осадка после центрифугирования) без предварительного обогащения согласно приказу МЗ СССР N 535 на плотные дифференциально-диагностические среды, рекомендуемые для сальмонелл, в том числе возбудителей брюшного тифа и паратифов. Параллельно нативная моча засевается в среды обогащения двойной концентрации в соотношении 1:1 или осадок мочи — в среды обычной концентрации. Посевы помещают в термостат при 37 °С на 18-24 ч, а затем со среды обогащения производят высев на плотные дифференциально-диагностические среды. Колонии, выросшие на плотных средах, идентифицируют по культурально-ферментативным и серологическим свойствам.

Желчь собирают в три стерильные пробирки или стерильные одноразовые контейнеры раздельно по порциям А, В, С согласно МУ 4.2.2039-05 и доставляют в лабораторию.

Проводят исследование каждой порции (А, В, С) отдельно или готовят смесь из трех порций. Пробы засевают:

на плотные дифференциально-диагностические среды (ВСА, Эндо, ЭМС или др.) в количестве 0,5 мл;

в пробирку (флакон) с питательным бульоном в соотношении 1:10. Нет необходимости засевать желчь на среды обогащения, т.к. желчь сама является хорошей питательной средой для возбудителей брюшного тифа и паратифов.

Засеянные среды вместе с остатками желчи инкубируют при 37 °С.

Через 18-24 ч просматривают посевы на плотных питательных средах (результаты роста на ВСА учитывают через 24 и 48 ч) и делают пересев подозрительных колоний на полиуглеводную среду.

Из питательного бульона производят высевы на плотные дифференциально-диагностические среды.

Из оставшейся желчи в случае отрицательного результата прямого посева делают повторные высевы на плотные дифференциально-диагностические среды через 18-24 ч и на 3, 5, 7 и 10 сутки.

Проводят идентификацию выросших микроорганизмов по культурально-морфологическим, ферментативным и серологическим свойствам.

Бактериологическое исследование («соскоб» с розеол) проводят при наличии хорошо выраженных розеол. Материал собирают асептически. Для этого участок кожи над розеолами обрабатывают 70%-м этиловым спиртом, затем протирают ватным тампоном, смоченным стерильным 0,9%-м раствором хлористого натрия и осушают стерильным тампоном.

Материал для исследования (тканевую жидкость) получают путем скарификации кожи над розеолой с помощью скальпеля. На поврежденную кожу наносят 1-2 капли желчного бульона или изотонического раствора хлорида натрия, смешивают с выступившей тканевой жидкостью и собирают пастеровской пипеткой или аналогичным одноразовым стерильным устройством в пробирку с одной из жидких сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.). В лаборатории посев выдерживают при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды (Эндо, ЭМС, ВСА).

Дальнейшее исследование проводят, как при бактериологическом исследовании другого биологического материала.

Хорошо известно, что при лабораторном подтверждении диагноза «брюшной тиф» наиболее результативным является бактериологическое исследование костного мозга (высеваемость возбудителя составляет 90-95%). Даже у пациентов с легкими и стертыми формами брюшного тифа, трудными для клинического распознавания, а также на фоне приема антимикробных препаратов, высеваемость миелокультур значительно выше, чем гемокультур.

Однако на практике бактериологическое исследование костного мозга проводится очень редко, только по особым клиническим показаниям, при отсутствии других лабораторных данных, подтверждающих диагноз брюшной тиф или паратиф, т.к. эта инвазивная процедура достаточно травматична. Забор материала для исследования проводят только в условиях стационара при наличии соответствующего специалиста.

Материал для бактериологического исследования (аспират) в количестве 0,50-0,75 мл получают асептически, путем проведения пункции грудины (рукоятки или тела) и засевают в пробирку с одной из сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.).

Если аспират невозможно засеять в среду обогащения сразу после пункции, его собирают в стерильную пробирку и немедленно направляют в лабораторию, где производится посев в среду обогащения. В лаборатории посевы инкубируют при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды.

Дальнейшее исследование проводят, как при бактериологическом исследовании другого биологического материала.

Перечень питательных сред для выделения и идентификации возбудителей кишечных инфекций, в частности энтеробактерий, обширен и неуклонно расширяется. Выбор конкретных сред во многом обусловлен местными экономическими условиями и традициями. Тем не менее, при этом следует руководствоваться несколькими основными принципами.

14.1. В описании питательной среды должно быть указано, что она может быть использована не просто для выявления сальмонелл, а именно Salmonella Typhi и S. Paratyphi А, В и С.

14.2. Следует отдавать предпочтение сухим питательным средам известных производителей по сравнению со средами, непосредственно изготовляемыми в лаборатории.

14.3. Каждая партия питательной среды в лаборатории должна контролироваться с помощью тест-штаммов (внутренний контроль качества).

14.4. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

В настоящее время для изучения ферментативной активности микроорганизмов семейства Enterobacteriaceae, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов, разработаны, выпускаются и зарегистрированы различные диагностические тест-системы отечественного и зарубежного производства (от наиболее простых классических сред Гисса в пробирках и планшетах до автоматических анализаторов). Если тест-системы позволяют идентифицировать микроорганизм до уровня рода и выявлять особенности ферментативной активности штаммов, то они могут быть использованы для идентификации возбудителей брюшного тифа и паратифов. Методика работы с тест-системами подробно изложена в инструкциях по применению и их следует строго соблюдать.

Подвижные грамотрицательные палочки не образуют спор и капсул, факультативные анаэробы хорошо растут на обычных питательных средах.

На простом питательном агаре — слегка выпуклые с ровным краем и гладкой поверхностью, влажные с блеском колонии более 1 мм.

На дифференциально-диагностических средах (содержащих лактозу как дифференцирующее вещество) — прозрачные, бесцветные или голубоватые, а иногда розоватые или цвета среды колонии (среды Эндо, Плоскирева, ЭМС и другие аналогичные среды).

На SS-arape — колонии цвета среды с черным центром.

На висмут-сульфитной среде — изолированные колонии S. Typhi, S. Paratyphi В — черные с характерным металлическим блеском, среда под колонией прокрашена в черный цвет. Колонии S. Paratyphi A — зеленоватые, светлые в цвет среды, нежные.

Штаммы S. Paratyphi В (возбудитель паратифа В) на мясопептонном агаре могут образовывать по периферии колоний приподнятый слизистый вал. Слизистый вал развивается на 2-5 сутки при хранении посевов при комнатной температуре. Этот признак не является постоянным и диагностическим.

Изучение ферментативных свойств проводится в отношении набора углеводов, многоатомных спиртов, аминокислот и других органических соединений, применяемых при идентификации и изучении сальмонелл и других энтеробактерий. Как правило, в практических лабораториях используют небольшое количество тестов, позволяющих идентифицировать основные роды, входящие в семейство кишечных бактерий. Характеристика ферментативных свойств сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, представлена в табл.2.

Ферментативные свойства возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С

Ферментативные варианты S. Typhi

Штаммы S. Paratyphi A:

ферментируют глюкозу с образованием кислоты и газа, как и большинство представителей рода Salmonella;

не продуцируют сероводород. На полиуглеводных средах отсутствует потемнение и почернение среды. Это свойство отражается на цвете колоний, вырастающих на висмут-сульфит агаре;

не растут на среде Симмонса, т.к. являются ауксотрофами и не способны утилизировать цитрат как единственный источник углерода;

дают отрицательную реакцию на среде с лизином (-) и положительную реакцию с орнитином и аргинином (+);

не ферментируют ксилозу (-);

ферментируют арабинозу (+)

Штаммы S. Paratyphi В

Ферментативная активность возбудителя паратифа В характерна для большинства представителей рода Salmonella, вида enterica, подвида 1 (enterica), вызывающих сальмонеллезную инфекцию у людей. Однако этот серовар включает два биологических варианта с одинаковой антигенной структурой, но различающихся по способности ферментировать d-тартрат. До 2001 г. в схеме Кауфмана-Уайта они относились к разным сероварам и имели различные названия: серовар S. Paratyphi В, штаммы которого d-тартрат отрицательные и серовар S. Java, штаммы которого ферментируют d-тартрат. Определение способности ферментировать d-тартрат имеет важное эпидемиологическое значение, так как S. Java (d-тартрат положительные штаммы) обычно выделяют от животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции.

S. Paratyphi В (d-тартрат отрицательные), как правило, вызывают заболевания у людей и очень редко выделяются от животных. В 2001 г. серовар Java официально исключен из схемы Кауфмана-Уайта, и d-тартрат-положительные штаммы в современной схеме рассматриваются как биовар серовара S. Paratyphi В (табл.4).

Различные обозначения ферментативных вариантов S. Paratyphi В

Антигенная структура антигены

Серологический вариант по схеме Кауфмана-Уайта

Таким образом, в настоящее время серологический вариант S. Paratyphi В с антигенной структурой 1 , 4, [5], 12: b: 1,2 включает два биовара, различающихся по ферментации d-тартрата:

S. Paratyphi В d-тартрат и S. Paratyphi В d-тартрат .

Эти изменения в схеме Кауфмана-Уайта затрагивают только обозначения (названия) сальмонелл с одинаковой антигенной структурой и не касаются эпидемиологических особенностей заболеваний, вызываемых этими биологическими вариантами.

В повседневной практической работе можно сохранить старые названия этого серовара, однако знать об изменениях в схеме необходимо для того, чтобы правильно трактовать материалы зарубежной литературы. Прописи сред с d-тартратом представлены в МУ 04-723/3 МЗ СССР, 1984.

В случае выделения S. Paratyphi В от людей, объектов окружающей среды, животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции, необходимо определять биовар по отношению к d-тартрату. Выполнение этой процедуры позволит избежать диагностических ошибок. Этот тест служит эпидемиологическим маркером штамма.

Штаммы S. Paratyphi С

Ферментативная характеристика штаммов S. Paratyphi С не имеет выраженных отличительных особенностей. Ферментативные реакции такие же, как и у других широко распространенных сероваров сальмонелл. На питательных средах штаммы S. Paratyphi С растут в виде характерных для сальмонелл колоний.

В то же время, следует помнить, что штаммы трех сероваров серологической группы С — S. Paratyphi С, S. Typhisuis и S. Choleraesuis — имеют практически одинаковую антигенную структуру и могут быть надежно дифференцированы по культуральным и ферментативным признакам, подтверждающим достоверность серологической идентификации возбудителя. На ВСА штаммы S. Typhisuis и S. Choleraesuis дают атипичные колонии: они образуют светло-зеленые колонии, видимые лишь к 48 ч инкубации (S. Choleraesuis — мелкие, S. Typhisuis — мельчайшие). Штаммы S. Typhisuis на среде Эндо растут в виде мелких колоний. Среда Плоскирева практически непригодна для выделения этого серовара, так как отмечается ингибирующий рост эффект: колонии мельчайшие, едва заметные невооруженным глазом, рост проявляется к 48 ч инкубации. В пределах серовара S. Choleraesuis известен вариант «kunzendorf», штаммы которого отличаются стойким отсутствием фазы 1 антигена Н («с») и ферментативными особенностями. Культуральные и ферментативные свойства этих сероваров необходимо знать и учитывать при идентификации, т.к. S. Typhisuis и S. Choleraesuis являются хозяин-адаптированными сальмонеллами для свиней. Характеристика ферментативных свойств этих сероваров представлена в табл.5.

Ферментативные свойства штаммов S. Paratyphi С, S. Typhisuis, S. Choleraesuis, S. Choleraesuis var. kunzendorf

Choleraesuis var. kunzendorf

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С сложная, как у других представителей рода сальмонелл. В практической работе микробиологов при идентификации серологического варианта сальмонелл во внимание принимаются три основных антигенных комплекса: О-, Н-, Vi-. Именно этот принцип положен в основу антигенной классификации сальмонелл в схеме Кауфмана-Уайта.

Возбудители брюшного тифа и паратифов относятся к разным серологическим группам сальмонелл. Возбудитель брюшного тифа (Salmonella Typhi) принадлежит к серологической группе D, возбудитель паратифа A (Salmonella Paratyphi A) — к серологической группе А, возбудитель паратифа В (Salmonella Paratyphi В) — к серологической группе В, возбудитель паратифа С (Salmonella Paratyphi С) — к серологической группе С. Полная антигенная структура этих микроорганизмов представлена в табл.6.

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С согласно схеме Кауфмана-Уайта (2001)

Примечание к таблице.

Схема Кауфмана-Уайта является таблицей антигенных формул известных сероваров сальмонелл и создана для целей практической идентификации штаммов. Детали, не нужные для определения серовара, в схеме не приводятся, однако некоторые из них будут обсуждены в данном примечании.

1. Антигены, входящие в состав О-антигенных комплексов, обусловленные фаговой конверсией, в схеме подчеркнуты (например, О-антиген 1 ). Эти антигены присутствуют только в том случае, если штаммы лизогенизированы соответствующим конвертирующим фагом.

2. [ ] = Факторы О-антигенного комплекса, указанные в квадратных скобках, могут присутствовать или отсутствовать у штаммов вне зависимости от фаговой конверсии (например, О-фактор [5] серогруппы В О : 4).

3. [ ] = Факторы Н-антигенов, заключенные в квадратные скобки, указывают, что они редко обнаруживаются и, как правило, были идентифицированы у «диких» штаммов. Например, подавляющее большинство штаммов S. Paratyphi А — монофазные. Они содержат Н-антиген 1-й фазы — «а». В редких случаях могут быть выделены дифазные штаммы S. Paratyphi А с антигеном 2-й фазы Н: 1,5. Поэтому в схеме в формуле этого серовара Н-антиген 2-й фазы указан в квадратных скобках [1,5].

4. Наиболее важными в идентификации возбудителя брюшного тифа и паратифа С являются идентификация Vi-антигена. Однако содержание этого антигена в культурах S. Typhi и S. Paratyphi С может варьировать. Соответственно количеству его в культурах, в частности S. Typhi, последние можно подразделить на три группы:

V-форма — содержит Vi-антиген в большом количестве и является О-инагглютинабельной;

W-форма — не имеет Vi-антигена и является О-агглютинабельной;

VW-форма — промежуточная, она содержит Vi-антиген и, тем не менее, является О-агглютинабельной.

Большинство штаммов S. Typhi содержит Vi-антиген, особенно развит он в свежевыделенных штаммах и культурах, выращиваемых при 37 °С.

Следует запомнить, что присутствие или отсутствие дополнительных О- или Н-факторов (подчеркнутых или в квадратных скобках) не влияет на определение серологического варианта штамма. В то же время, эти факторы интересны как эпидемиологические маркеры штаммов, принадлежащих к одному серовару.

5. Очень редко штаммы сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, могут обладать так называемой «R-фазой» Н-антигена.

В практических лабораториях такие штаммы не смогут быть идентифицированы до уровня серовара при традиционном серотипировании.

Дальнейшее детальное изучение таких штаммов (идентичных по ферментативным свойствам S. Typhi, S. Paratyphi А, В, С) должно проводиться в национальных (региональных) сальмонеллезных центрах. Как правило, подтвердить серовар у таких штаммов можно с помощью дополнительных методов (молекулярно-генетических).

В настоящее время отмечен неуклонный рост резистентности штаммов энтеробактерий к широкому спектру антимикробных препаратов. Уже во второй половине прошлого столетия были зарегистрированы вспышки брюшного тифа, вызванные возбудителем, резистентным к левомицетину (в Мексике). В развивающихся странах Южной Азии (Индия, Бангладеш, Вьетнам, Пакистан и Таджикистан) и Южной Африки, эндемичных по брюшному тифу, появились штаммы S. Typhi, резистентные к нескольким антимикробным препаратам, традиционно применявшимся в качестве терапии первой линии — ампициллину, хлорамфениколу (левомицетину) и ко-тримаксозолу, и их число стало стремительно увеличиваться. В последние годы в странах Азии полирезистентные штаммы составляют до 80% всех выделенных возбудителей, поэтому указанные препараты утратили свое значение при терапии брюшного тифа.

Современными препаратами выбора при лечении брюшного тифа и паратифов являются фторхинолоны. В ряде случаев, особенно при лечении детей, возможно применение цефалоспоринов третьего поколения. Однако штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте и обладающие пониженной чувствительностью к ципрофлоксацину, также становятся эндемичными для стран Азии.

Согласно действующим методическим указаниям по определению чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам МУК 4.12.1890-04* следует проводить определение чувствительности выделенного микроорганизма к АБП, если уровень его устойчивости не может быть предсказан на основании данных идентификации или вероятной таксономической принадлежности микроорганизма. Важной задачей является выявление приобретенной резистентности к АБП у природно-чувствительных к ним микроорганизмов. S. Typhi, как и сальмонеллы других сероваров, обладает природной чувствительностью к широкому спектру АБП. Но т.к. в последние годы отмечается распространение штаммов S. Typhi, резистентных к большинству традиционных антибактериальных препаратов, применявшихся ранее для лечения брюшного тифа, у всех выделенных культур S. Typhi необходимо в обязательном порядке определять чувствительность к АБП.
_______________

* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать МУК 4.2.1890-04, здесь и далее по тексту. — Примечание изготовителя базы данных.

Рекомендуемый перечень АБП, подлежащих исследованию при изучении чувствительности штаммов возбудителей брюшного тифа и паратифов (МУК 4.12.1890-04):

ампициллин;

цефалоспорин третьего поколения (цефотаксим и/или цефтазидим);

налидиксовая кислота*;

триметоприм-сульфаметоксазол (ко-тримоксазол);

хлорамфеникол**;

тетрациклин**.
________________
* В случае устойчивости к налидиксовой кислоте необходимо определить чувствительность к ципрофлоксацину, т.к. у штамма высока вероятность пониженной чувствительности к этому препарату. Действующие в нашей стране МУК 4.12.1890-04 рекомендуют включить в набор для тестирования Enterobacteriaceae из группы хинолонов только препараты, относящиеся к фторированным хинолонам (норфлоксацин, ципрофлоксацин или офлоксацин). В то же время, убедительно доказано, что устойчивость к этой группе антимикробных препаратов развивается ступенчато и затрагивает в первую очередь налидиксовую кислоту. Как правило, штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте, характеризуются сниженной чувствительностью к фторхинолонам, хотя при тестировании их в лаборатории они рассматриваются как чувствительные к фторированным хинолонам согласно действующим критериям оценки (МПК 1 мг/л). В связи с этим целесообразно включить налидиксовую кислоту в перечень препаратов, обязательных для тестирования возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С. Так как диско-диффузионный метод не позволяет уловить низкие уровни устойчивости к ципрофлоксацину, у штаммов, резистентных к налидиксовой кислоте, необходимо определять МПК ципрофлоксацина или других фторхинолонов методом серийных разведений.

** В перечень препаратов для определения чувствительности включены хлорамфеникол и тетрациклин; эти препараты не применяются в настоящее время для лечения, но результаты определения чувствительности к ним могут иметь определенное значение для эпидемиологического мониторинга. При проведении эпидемиологического надзора за антимикробной резистентностью, а также с целью проведения дополнительного типирования штаммов (внутри серовара) перечень исследуемых АБП может быть расширен.

Определение чувствительности штаммов S. Турhi, S. Paratyphi А, В и С к АБП следует проводить в строгом соответствии с МУК 4.12.1890-04 диско-диффузионным методом или методом серийных разведений с обязательным контролем качества проводимого исследования (с использованием контрольных референтных штаммов). Интерпретация результатов изучения штаммов представлена в табл.7.

Критерии интерпретации результатов определения чувствительности штаммов Enterobacteriaceae (в том числе S. Typhi, S. Paratyphi А, В и С) и пограничные значения диаметров зон подавления роста (мм) и МПК (мг/л) (МУК 4.12.1890-04)

Диаметр зон подавления роста и значения МПК

источник