Брюшной тиф и паратиф материал для исследования

Используют бактериологический и серологические методы, которые проводят с учетом периода инфекционного процесса.

Материалом для выделения являются кровь (гемокультура), испражнения (копрокультура), моча (уринокультура), дуоденальное содержимое, желчь (биликультура), соскоб розеол, костный мозг.

В бактериологическом исследовании ранним методом является выделение возбудителя из крови (гемокультура) в период бактериемии (первая неделя заболевания).

Кровь засевают в желчный бульон или среду Рапопорт в соотношении 1:10 (чтобы уменьшить бактерицидные свойства белков крови). На 2-й день проводят пересев на среду Эндо или Левина, или висмут-сульфит агар. Подозрительные (прозрачные или черные в зависимости от сред) колонии пересевают на скошенный агар или одну из комбинированных сред (Олькеницкого, Ресселя, Клиглера). На этих средах для первичной идентификации определяют ферментацию глюкозы, способность к газообразованию, выделение сероводорода, отсутствие уреазы.

Одновременно изучают морфологию и тинкториальные свойства.

Определяют биохимические свойства. Бактерии тифо-паратифозной группы не разлагают сахарозу, лактозу, не образуют индол.

При выделении культур, имеющих характерные для сальмонелл ферментативные свойства, изучают их антигенную структуру в реакции агглютинации на стекле с О- и Н-диагностическими антисыворотками, определяют чувствительность к антибиотикам, проводят фаготипирование.

Для серологической диагностики брюшного тифа и паратифов с 5-7 дня заболевания в основном используется РПГА с О- и Н-эритроцитарными диагностикумами. Положительной считается реакция в титре 1:160 и выше. При исследовании в РПГА титр антител в динамике заболевания нарастает.

Возможно применение реакции агглютинации Видаля с О- и Н-монодиагностикумами к конкретным возбудителям (положительный титр реакции – 1:200 и выше). Серологический диагноз имеет ретроспективный характер.

Для выявления бактерионосителей используют РПГА с эритроцитарным Vi-диагностикумом (титр реакции – 1:40). Исследуют били- и копрокультуру. Проводят фаготипирование с Vi-1 антигеном.

При эпидемических вспышках брюшного тифа для экспресс-диагностики с целью выявления АГ в крови, костном мозге и другом материале применяют РИФ и ИФА.

Лечение брюшного тифа

Этиотропную терапию проводят сразу после установления клинического диагноза. Для лечения используют фторхинолоны. При устойчивости к ним применяют цефалоспорины III поколения, азитромицин.

Левомицетин и ко-тримоксазол в настоящее время используют реже из-за распространения полирезистентных штаммов. Патогенетическое лечение включает инфузионно-дезинтоксикационную терапию.

Профилактика

Проводятся санитарно-гигиенические и противоэпидемические мероприятия, направленные на обезвреживание источников инфекции, пресечение путей передачи, повышение невосприимчивости организма.

Для специфической иммунопрофилактики брюшного тифа разработано 3 типа вакцин. Применяют инактивированные вакцины (эффективность 50-70%), разработана живая аттенуированная вакцина из штамма Ту21а (оказывает большее протективное действие, находится на стадии клинических испытаний). Эффективной является полисахаридная вакцина из Vi-антигена S. typhi(например, Вианвак пр-ва Российской Федерации), применяется по эпидпоказаниям, протективный эффект сохраняется до 2-х лет.

Сальмонеллезы

Сальмонеллезы – группа полиэтиологичных острых инфекционных болезней человека, животных и птиц, характеризующаяся преимущественным поражением желудочно-кишечного тракта, диареей и бактериемией.

Наиболее частой клинической формой сальмонеллезной инфекции является сальмонеллезный гастроэнтерит. Основные возбудители гастроэнтерита: S. Enteritidis, S .Choleraesuis, S .Anatum, S .Derby, хотя заболевания могут вызываться и многими другими вариантами бактерий.

Значительно более тяжелой формой является генерализованная сальмонеллезная инфекция – септицемия. Ее ведущим возбудителем является S. Typhimurium.

Большинство возбудителей выделяют у различных животных (основной резервуар) и человека.

Источником заражения человека чаще всего являются домашние птицы (50%), особенно куры и утки, а также их яйца (сальмонеллы могут проникать через скорлупу внутрь). Носительство сальмонелл выявлено у домашнего скота, собак, кошек, грызунов, у многих диких животных и птиц. Инфицированные животные выделяют бактерии с мочой и калом, молоком, слюной, загрязняя окружающую среду.

Основной путь передачи сальмонелл – пищевой. Заболевания возникают у человека в связи с употреблением мясных продуктов (говядина, свинина – до 20% случаев, мясо птицы), яиц, реже – рыбы, овощей, фруктов, моллюсков, раков, крабов.

Мясо может инфицироваться эндогенно при жизни животного во время его болезни, а также экзогенно в процессе транспортировки, переработки, хранения. Иногда продукты питания инфицируются при неправильной их кулинарной обработке, приготовлении пищи.

При несоблюдении санитарно-гигиенических норм может возникнуть контактно-бытовой путь передачи, который характерен для внутрибольничных вспышек сальмонеллеза. Такие вспышки отмечены в родовспомогательных учреждениях, хирургических, детских и других стационарах. При госпитальных сальмонеллезах чаще выделяется S. typhimurium иS. Haifa. В Республике Беларусь сальмонеллезные инфекции составляют более 50% от всех случаев госпитальных инфекций

Возбудители госпитальных сальмонеллезов отличаются высокой полирезистентностью к химиотерапевтическим препаратам и антибиотикам.

Наиболее восприимчивы к сальмонеллезу дети в возрасте до 1 года и лица с различными иммунодефицитами.

Инкубационный период болезни – от 2-6 часов до 2-3 суток (в среднем составляет 7-24 часа).

Патогенез сальмонеллезов определяется факторами вирулентности возбудителей. Среди них наиболее важную роль играют инвазивные белки III типа секреции.

Некоторые из белков инвазии обеспечивают проникновение сальмонелл внутрь эпителиальных клеток кишечника, их выживание внутри вакуолей. Кроме того, они стимулируют выброс провоспалительных цитокинов и хемокинов из пораженных клеток, апоптоз макрофагов.

Внутри макрофагов бактерии не только размножаются, но и частично погибают с освобождением эндотоксина, поражающего нервно-сосудистый аппарат кишечника и повышающего проницаемость клеточных мембран.

В течение 1 часа от проникновения сальмонелл внутрь клеток развивается выраженная нейтрофильная инфильтрация стенки кишечника. Кишечное воспаление сопровождается выходом белка из пораженных энтероцитов, усилением секреции хлоридов с развитием профузной диареи.

Часть сальмонелл может продуцировать энтеротоксин, который через повышение содержания цАМФ в энтероцитах стимулирует экскрецию хлоридов, что усугубляет диарею.

В большинстве случаев на этой стадии инфекционный процесс может завершиться (гастроинтестинальная форма).

В тяжелых случаях возникает бактериемия и генерализация инфекции, что приводит к септицемии.

Эта форма сальмонеллеза наиболее характерна для S. Typhimurium и S. Enteritidis. Ее развитие обусловлено белками вирулентности, которые кодируются островом патогенности SPI-2. Данные белки подавляют фагоцитоз, что обеспечивает выживание и размножение бактерий внутри фагоцитов, их проникновение в кровь и паренхиматозные органы.

В результате сальмонеллы могут вызывать дистрофические изменения в пораженных органах (селезенка, печень) с формированием вторичных гнойных очагов.

Обычно болезнь заканчивается выздоровлением, однако септические формы инфекции могут приводить у летальным исходам.

Постинфекционный иммунитет непродолжительный, нестойкий, типоспецифический. В сыворотке больных и реконвалесцентов обнаруживаются агглютинины, преципитины, бактериолизины и другие антитела. Заболевание, вызванное одним сероваром, не создает иммунитета к другим, а перенесенная инфекция не исключает реинфекцию.

Дата добавления: 2015-11-05 ; просмотров: 3248 | Нарушение авторских прав

источник

Возбудителями брюшного тифа и паратифов (А, В) являются бактерии рода Salmonella, в состав которого входят два вида: Salmonella enterica с 6 подвидами (включая возбудители брюшного тифа, паратифов, сальмонеллезов – всего более 2400 сероваров) и Salmonellabongori(редко встречающиеся сальмонеллы).Возбудитель брюшного тифа обозначается как Salmonellaсеровара Typhi (Salmonella entericaspp. enterica ser. typhi, прежнее назва­ние Salmonella typhi), паратифа А — Salmonellaсеровара ParatyphiA, паратифа В — Salmonellaсеровара Paratyphi В.

Методы микробиологической диагностики брюшного тифа и паратифов представлены в схеме 9.

Выбор материала и метода микробиологической диагностики этих заболеваний зависит от стадии патогенеза. На первой неделе заболевания и в течение всего лихорадочного периода возбудитель можно выделить из крови (гемокультура), с конца второй и на третьей неделе — из мочи (уринокультура) и испражнений (копрокультура). Высокий процент высеваемости возбудителя отмечается при исследовании костного мозга (выделение миелокультуры). Удается обнаружить сальмонеллы в скарификате розеол (розеоло-культура), ликворе, содержимом две­надцатиперстной кишки, секционном материале. У реконвалесцентов исследуют испражнения и желчь (выделение биликультуры). Начиная со второй недели заболевания проводят серологи­ческое исследование. Микроскопическое исследование материала от больного не проводится, т.к. все энтеробактерии (как патогенные, так и непатогенные, например, E.coli) по морфологическим свойствам идентичны (рис. 14).

Бактериологическое исследованиеявляется основным лабораторным методом диагностики брюшного тифа и паратифов.

Ранним и надежным методом бактериологической диагностики является выделение возбудителей из крови (гемокультура).Взятую в асептических условиях кровь (15-20 мл) засевают на 10% желчный бульон или среду Рапопорт (10% желчный бульон, 1 % маннита или 2 % глюкозы, 1 % индикатора Андреде; в среду помещен поплавок для улавливания газа) в соотношении крови и среды 1:10 для накопления сальмонелл. Посевы инкубируют при 37 0 С 18 —24 ч. При наличии сальмонелл маннит или глюкоза расщепляется с образованием кислоты и среда приобрета­ет красный цвет; появление в поплавке газа свидетельствует о газообразовании — характерном признаке паратифозных бактерий.

Схема 9.Микробиологическая диагностика брюшного тифа и паратифов.

Рис. 14. а — кишечная палочка(E.coli ув. Х1350), б— возбудитель брюшного тифа(S.typhi, ув. Х630) в мазках из чистой культуры. Окраска по Граму. Грамотрицательные беспорядочно расположенные палочки средних размеров.

Копрокультуру выделяют путем посева фекалий на среду Плоскирева, Эндо, висмут-сульфит агар и среды накоп­ления (селенитовую, магниевую, тетратионатную, Кауфмана, Мюллера) с последующей 18 —24-часовой инкубацией при 37 °С.

На 2-й день на средах Плоскирева, МакКонки или Эндо вырастают бесцветные (лактозоотрицательные) колонии, а на висмут-сульфит-агаре – черные. Колонии сальмонелл па­ратифа А окрашены взеленый цвет, так как не образуют сероводород. Из типичных колоний готовят мазок, окрашивают по Граму и после микроскопии остаток колонии пересевают на среду Ресселя или Олькеницкого. При отсутствии типичных колоний на те же среды засевают материал со среды обогащения.

На 3-й день исследования учитывают характер роста на среде Ресселя или Олькеницкого (окрашивание столбика среды Ресселя в синий цвет, среды Олькеницкого в желтый в результате ферментации глюкозы в анаэробных условиях; скошенная часть среды не изменена – отсутствие ферментации лактозы), готовят мазок для проверки чистоты выделенной культуры, выполняют пересев в среды «пестрого» ряда для изучения биохимических свойств (см. табл. 10), после чего

ставят ориентировочную, а потом развернутую РА. Ориентировочную РА ставят со смесью О-сывороток, включающей агглютинины к О-антигенам 2, 4, 7, 8, 9, 3-10. При отсутствии РА с этой смесью используют смесь монорецепторных О-сывороток к редким группам сальмонелл (антитела к антигенам 11, 13, 15, 19, 23 и т.д.) При получении положительных результатов культуру испытывают отдельно с каждой из О-сывороток, входящих в состав смеси. После этого культуру агглютинируют с Н-сыворотками 1 фазы (a, b, i, c, d, g, m) а потом 2 фазы (1,2; 1,5), устанавливая антигенную формулу выделенной сальмонеллы в соответствии со схемой Кауфмана-Уайта (таблица 9). Эта схема разработана на основании изучения у сальмонелл О и Н антигенов и применяется с целью антигенной идентификации патогенных сальмонелл.

Таблица 9. Антигенная структура сальмонелл (сокращенная схема Кауфмана-Уайта)

На 4-й день от начала исследования учитывают изменения сред «пестрого» ряда (см. табл. 10), результаты развернутой РА и выдают ответ. Выделенные культуры подвергают фаготипированию, что позволяет установить источник и пути заражения.

Мочу, дуоденальное содержимое, соскоб розеол, сек­ционный материал с целью выделения тифо-паратифозных бактерий засевают на плот­ные среды (Эндо, Мак-Конки и т.п. в чашке Петри), а также в среды накоп­ления. При наличии характерного роста идентификация прово­дится по вышеописанной схеме.

Таблица 10. Биохимические свойства возбудителей брюшного тифа и паратифов

Обозначения: (+) — наличие свойства, (-) — отсутствие свойства, К – образование кислоты, КГ – образование кислоты и газа.

Аналогично проводится исследование испражнений уперебо­левших брюшным тифом и паратифом лиц, а также у работников детс­ких учреждений, питания и водоснабжения с целью выявления бактерионосителей.

Серологическое исследование.Для серологической диагности­ки брюшного тифа и паратифов ставят ре­акцию Видаля (развернутая РА) с целью определения соответствующих антител в крови больного. Антитела к возбудителям брюшного тифа, парати­фов А и В обнаруживаются в сыворотке крови больных с 8— 10-го дня заболевания. Исследуемую сыворотку крови разводят двукратно в 6 параллельных рядах пробирок от 1:100 до 1: 1600 в объеме 1 мл, куда вносят по 2 капли ОН— и О- брюшнотифозного, паратифозного Аи паратифозного В диагностикумов. О-диагностикумы получают кипячением или обработкой спиртом взвеси соот­ветствующих культур, ОН—диагностикумы — обработкой формалином. Для контроля антигена диагностикумы вносятся в той же дозе в 1 мл физиологического раствора, а для контроля сыворотки ис­пользуют сыворотку в разведении 1:100 без добавления диагностикумов.

О-антитела имеют диагностическое значение, они появляются в крови на второй неделе заболева­ния и исчезают к его концу, а Н-агглютинины нараста­ют к концу заболевания. и диагностической ценности не имеют. Н-антитела могут обнаруживаться также у переболевших и вакцинированных. Ряд брюшнотифозных вакцин вызывает также выработку Vi – и О антител. Диагностический титр О-антител в реакции Видаля у неиммунизированных лиц 1 :100, а при отсутствии типичной клинической картины — 1 :200. Однако титр антител у больных может быть ниже диагностического в связи с ранним назначением антибиотиков или наличием у больного вторичного иммунодефицита. Таким образом, отрицательная реакция Видаля не исключает тифопаратифозное заболевание. С другой стороны, повышенные титры О-антител могут быть обусловлены прививками. Поэтому при подозрении на брюшной тиф или паратифы целесообразно исследовать сыворотку крови как можно раньше (до появления антител), а затем в динамике (с интервалом 7-12 дней) для выявления нарастания титра антител более чем в 4 раза. Если сыворотка крови больного агглютинирует одновре­менно два или три вида диагностикумов, учитывают титр агглютинации: специфическая агглютинация происходит обычно с более высокими, а групповая — с более низкими разведениями сыворотки.

Более чувствительны РНГА с эритроцитарными групповыми (А, В, С, Д, Е)и монорецепторными диагностикумами, а также ИФА, которые ставят с парными сыворотками в динамике заболевания.

Vi-антитела чаще обнаруживаются у бактерионосителей сальмонелл брюш­ного тифа, т.к. Vi-антиген способствует длительной персистенции возбудителя в организме. При обследовании лиц, подозрительных на носительство брюшнотифозных палочек, применяется РНГА с эритроцитарным Vi-диагностикумом для определения соответствующих антител и их принадлеж­ности к классу IgG.

Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:

источник

7. Микробиологическая диагностика брюшного тифа и паратифом. Фаготипирование их возбудителей и его значение. Серологическая диагностика брюшного тифа и паратифов.

Лабораторная диагностика. Самым ранним и основным методом диагностики брюшного тифа и паратифов является бактериологический — получение гемокультуры или миелокультуры. С этой целью исследуют кровь или пунктат костного моз­га. Кровь лучше засевать на среду Рапопорт (желчный бульон с добавлением глюко­зы, индикатора и стеклянного поплавка) в соотношении 1: 10 (на 10 мл среды 1 мл крови). Посев следует инкубировать при температуре 37 С С не менее 8 дней, а с уче­том возможного наличия L-форм — до 3—4 нед.

Для идентификации выделенной культуры сальмонелл используют (с учетом их биохимических свойств) диагности­ческие адсорбированные сыворотки, содержащие антитела к антигенам 02 (S. para­typhi А), 04 (S. paratyphi В) и 09 (S. typhi). Если выделенная культура S. typhi не аг­глютинируется 09-сывороткой, ее необходимо проверить с Vi-сывороткой.

Бактериологическое исследование испражнений, мочи и желчи проводят для подтверждения диагностики, контроля бактериологического выздоровления при выписке реконвалесцентов и для диагностики бактерионосительства. В этом случае материал предварительно засевают на среды обогащения (среды, содержащие хими­ческие вещества, например селенит, которые угнетают рост Е. coli и других предста­вителей микрофлоры кишечника, но не угнетают роста сальмонелл), а затем со сре­ды обогащения — на дифференциально-диагностические среды (Эндо, висмут-суль­фит-агар) с целью выделения изолированных колоний и получения из них чистых культур, идентифицируемых по указанной выше схеме. Для обнаружения О- и Vi- антигенов в сыворотке крови и испражнениях больных могут быть использованы РСК, РПГА с антительным диагностикумом, реакции коагглютинации, агрегат-гем- агглютинации, ИФМ. Для ускоренной идентификации S. typhi перспективно приме­нение в качестве зонда фрагмента ДНК, несущего ген Vi-антигена (3—4 ч).

Наиболее надежной и специфической является последняя реакция (Vi-гемагглютинации).

Обнаружены 3 необычных мутанта S. typhi: Vi-I — R-форма, клетки лишены Н- и О-антигенов. но стойко сохраняют Vi-антиген; 0-901 — лишен Н- и Vi-антигенов; Н-901 — содержит О- и Н-антигены, но лишен Vi-антигена, Все три антигена: О-, Н- и Vi— имеют выраженные иммуногенные свойства. Наличие Vi-антигенов позво­ляет подвергать культуры S. typhi фаготипированию. Чувствительность их к соответствующим фагам является стабильным признаком, поэтому фаготипирование имеет важное эпидемиологическое значение.

Разработаны также схемы фаготипирования S. paratyphi А и S. paratyphi В, по ко­торым они разделяются на десятки фаготипов. Существенно, что фаготипы сальмо­нелл могут ни по каким другим признакам не отличаться друг от друга.

Серологический ме­тод обнаружения 0- и Н- антител в РПГА.

8. Бактерионосительство при брюшном тифе и методы ого выявлении. Особенности антигенного строении возбудители брюшного тифа и его фаготипирование.

Примерно 5 % переболевших становятся хроническими носителями сальмонелл тифа или паратифов. Известное значение в формировании носительства играют местные воспалительные процессы в желчевыводящих (иногда в мочевыводящих) путях, которые часто возникают в связи с тифо-паратифозными инфекциями или обостряются в результате этих инфекций. Однако не менее важную роль в формиро­вании длительного носительства сальмонелл брюшного тифа и паратифов А и В играет L-трансформация их. L-формы сальмонелл утрачивают Н-, частично 0- и Vi-антигены, располагаются, как правило, внутриклеточно (внутри макрофагов костного мозга), поэтому становятся не доступными ни для химиопрепаратов, ни для антител и могут длительно персистировать в организме переболевшего человека. Возвращаясь в исходные формы и полностью восстанавливая свою антигенную структуру, сальмонеллы вновь становятся вирулентными, вновь проникают в желч­ные ходы, вызывают обострение процесса бактерионосительства, выделяются с ис­пражнениями, а такой носитель становится источником заражения для окружаю­щих. Не исключено также, что формирование бактерионосительства зависит от ка­кого-то дефицита иммунной системы.

Антигенное строение. Сальмонеллы имеют О- и Н-антигены, По О-антигенам они разделяются на большое количество серогрупп, а по Н-антигенам — на серотипы. S. typhi, S. paratyphi А и S. paratyphi В отличаются друг от друга как по О-антигенам (относятся к разным серогруппам), так и по Н-антигенам..

S. typhi помимо О- и Н-антигенов имеет еще один поверхностный антиген, который они назвали антигеном вирулент­ности (Vi-антигеном). По химической природе Vi-антиген отличается от О- и Н-ан­тигенов, он состоит из трех различных фракций, но его основу составляет сложный полимер N-ацетилгалактозаминоуроновая кислота с м, м. 10 МД.

Обнаружены 3 необычных мутанта S. typhi: Vi-I — R-форма, клетки лишены Н- и О-антигенов. но стойко сохраняют Vi-антиген; 0-901 — лишен Н- и Vi-антигенов; Н-901 — содержит О- и Н-антигены, но лишен Vi-антигена, Все три антигена: О-, Н- и Vi— имеют выраженные иммуногенные свойства. Наличие Vi-антигенов позво­ляет подвергать культуры S. typhi фаготипированию. Чувствительность их к соответствующим фагам является стабильным признаком, поэтому фаготипирование имеет важное эпидемиологическое значение.

Разработаны также схемы фаготипирования S. paratyphi А и S. paratyphi В, по ко­торым они разделяются на десятки фаготипов. Существенно, что фаготипы сальмо­нелл могут ни по каким другим признакам не отличаться друг от друга.

9. Микроорганизмы — возбудители пищевых отравлений. Пищевые отравлении, обусловленные стафилококками. Типы энтеротоксинов, их свойства, способы выявления.

Пища нередко является причиной отравлений, природа которых может быть са­мой различной.

Наиболее простая классификация пищевых отравлений такова: различают пище­вые отравления немикробного и микробного происхождения.

Пищевые отравления микробного происхождения подразделяют на 2 группы: пищевые интоксикации и пищевые токсикоинфекции.

Пищевые интоксикации — отравления, обусловленные исключительно токсина­ми микроорганизмов. Они могут возникать и в тех случаях, когда живые возбудите­ли в пищевом продукте, подвергнутом термической обработке, отсутствуют.

Пищевые токсикоинфекции возникают только в связи с употреблением в пищу продуктов, обильно зараженных бактериями.

Токсикоинфекции являются следствием массивного обсеменения пищевого про­дукта живыми возбудителями. Для пищевых токсикоинфекций существует только один путь передачи — через пищу.

Пищевые токсикоинфекции могут вызывать представители по крайней мере пя­ти семейств бактерий:

Enterobacteriaceae (роды — Escherichia, Salmonella, Shigella, Proteus, Serratia, Hafnia, Enterobacter, Citrobacter и др.),

Vibrionaceae (V. parahaemolyti- cus),

Streptococcaceae (протеолитические варианты стрептококков серогруппы D),

Bacillaceae — роды Bacillus (В. cereus),

Clostridium (С. perfringens, cepo- типы A, D, F; C. botulinum, серотипы А, В, С, E, F).

Инфицирование стафилококками пи­щевых продуктов — частая причина пищевых отравлений.

Основным методом диагностики пищевых токсикоинфекций является бактерио­логический. Он применяется с учетом биологии возможного возбудителя (грамот­рицательные и грамположительные палочки, стрептококки, бациллы, клостридии). Материалом для исследований служат испражнения, рвотные массы, промывные воды желудка, кровь, продукты, послужившие причиной отравления. Обращают внимание на обнаружение большого количества бактерий в продукте, таких же бактерий в выделениях из кишечника и желудка, в том числе от нескольких человек при групповом отравлении.

Подтверждением диагноза являет­ся обнаружение в сыворотке крови переболевших людей (через 1—2 нед.) антител к возбудителю.

10. Сальмонеллы — возбудители острых гастроэнтеритов. Классификация сальмонелл. Методы лабораторной диагностики сальмомеллезов.

Сальмонеллы являются не только основными возбудителями пищевых токсикоинфекций, но и часто причиной своеобразных диарей — сальмонеллезов.

Ключевые признаки рода Salmonella следующие: короткие грамотрицатель­ные палочки с закругленными концами, длиной 1,5—4,0 мкм, в большинстве случа­ев подвижные (перитрихи), спор и капсул не имеют, образуют при ферментации глюкозы кислоту и газ (за исключением S. typhi и некоторых других серотипов), имеют лизин- и орнитиндекарбоксилазы, не имеют фенилаланиндезаминазы, образуют H₂S.

Классификация. Род Salmonella включает единственный вид S. enteritica с семью основными подвидами: S. choleraesuis, S. salamae, S. ari­zonae, S. diarizonae, S. houtenae, S. bongori, S. indica, которые различаются по ряду биохимических признаков

Серологическая классификация сальмонелл по Уайту и Кауффманну.

У сальмонелл имеются О-, Н- и К-антигены. Обнаружено 65 различных О-антигенов. Они обозначаются арабскими цифрами от 1 до 67. По О-антигену сальмонел­лы разделены на 50 серологических групп (A—Z, 51—65).

У сальмонелл различают два типа Н-антигенов: I фаза и II фаза. Обнаружено более 80 вариантов Н-антигенов I фазы. По Н-антигенам серогруппы разделяют на серотины.

Основной метод диагностики сальмонеллезной ин­фекции — бактериологический. Материалом для исследования служат испражнения, рвотные массы, кровь, промывные воды желудка, моча, послужившие причиной отрав­ления продукты. Особенности бактериологической диагностики сальмонеллезов:

использование сред обогащения (селенитовой, магниевой), в особенности при исследовании испражнений;

для обнаружения сальмонелл пробы следует брать из последней, более жид­кой, части испражнений (верхнего отдела тонкого кишечника);

соблюдать соотношение 1: 5 (одна часть испражнений на 5 частей среды);

в связи с тем, что S. arizonae и S. diarizonae ферментируют лактозу, использо­вать в качестве дифференциально-диагностической не только среду Эндо, но и вис­мут-сульфит-агар, на котором колонии сальмонелл приобретают черный (некото­рые — зеленоватый) цвет;

для посева крови использовать среду Рапопорт;

использование для предварительной идентификации колоний 01-сальмонеллезного фага.

для окончательной идентификации выделенных культур вначале используют поливалентные адсорбированные О- и Н-сыворотки, а затем — соответствующие моновалентные О- и Н-сыворотки.

Для быстрого обнаружения сальмонелл могут быть использованы поливалентные иммунофлуоресцентные сыворотки. Для выявления антител в сыворотке крови боль­ных и переболевших используется РПГА с применением поливалентных эритроцитар- ных диагностикумов, содержащих полисахаридные антигены серогрупп А, В, С, D и Е.

источник

Брюшной тиф и паратифы. Характеристика возбудителей, принципы лабораторной диагностики, специфическая профилактика.

Сальмонеллы — большая группа энтеробактерий, среди которых различные серотипы — возбудители брюшного тифа, паратифов А, В и С и наиболее распространенных пищевых токсикоинфекций — сальмонеллезов. По признаку патогенности для человека сальмонеллы разделяют на патогенные для человека- антропонозы (вызывают брюшной тиф и паратифы А и В) и патогенные для человека и животных — зоонозы (вызывают сальмонеллезы). Несмотря на значительные различия сальмонелл по антигенным характеристикам, биохимическим свойствам, вызываемым ими заболеваниям, по современной, но недостаточно удобной и совершенной классификации выделяют два вида — S.bongori и S.enteritica. Последний разделен на подвиды, из которых наибольшее значение имеют подвиды choleraesuis и salamae. Подвид choleraesuis включает наибольшую часть известных сероваров сальмонелл (около 1400 из примерно 2400).

Морфология. Прямые грамотрицательные палочки размером 2-4 x 0,5 мкм. Подвижны благодаря наличию перитрихиально расположенных жгутиков.

Культуральные и биохимические свойства. Факультативные анаэробы, хорошо растут на простых питательных средах. Оптимум рН- 7,2-7,4, температуры — +37. Метаболизм — окислительный и бродильный. Сальмонеллы ферментируют глюкозу и другие углеводы с образованием кислоты и газа (серотип Salmonella typhi газообразования не вызывает). Обычно не ферментируют лактозу (на средах с этим углеводом — безцветные колонии), сахарозу. Оксидаза- отрицательны, каталаза — положительны. Реакция Фогеса — Проскауэра отрицательна.

На основании биохимических (ферментативных) свойств сальмонеллы разделены на четыре группы. Характерные признаки сальмонелл — образование сероводорода, отсутствие продукции индола и аэробность. Для выделения используют дифференциально — диагностические среды (висмут — сульфит агар, среды Эндо, Плоскирева, SS агар) и среды обогащения (селенитовый бульон, желчный бульон, среда Раппопорта). S- формы образуют мелкие (от 1 до 4 мм) прозрачные колонии (на среде Эндо — розоватые, на среде Плоскирева — безцветные, на висмут — сульфит агаре — черные, с металлическим блеском). На жидких средах S- формы дают равномерное помутнение, R- формы — осадок.

Антигенная структура. Выделяют О-, Н- и К- антигены. К группе К- антигенов относят Vi- антигены (антигены вирулентности). Благодаря более поверхностному расположению (чем О- антигены) Vi- антиген может препятствовать агглютинации культур сальмонелл О- специфической сывороткой (экранирование). Для дифференциации сальмонелл применяют схему (серологическую классификацию) Кауфманна — Уайта.

В соответствии со структурой О- антигенов сальмонеллы подразделяют на О- группы (67 серогрупп), в каждую из которых входят серологические типы, отличающиеся строением Н- антигенов. Принадлежность сальмонелл к определенному серовару устанавливают при изучении антигенной структуры в соответствии со схемой Кауфманна — Уайта. Примеры: серотип S.paratyphi A относится к серогруппе А, S.paratyphi В — к серогруппе В, S.paratyphi С — к группе С, S.typhi — к серогруппе D.

1.Факторы адгезии и колонизации.

2. Способность к внутриклеточному паразитированию, препятствовать фагоцитозу, размножаться в клетках лимфоидной ткани выражены у возбудителей брюшного тифа, паратифов А и В, способствуя хроническому носительству.

4. Термолабильные и термостабильные энтеротоксины.

6. Существенное значение имеют плазмиды вирулентности и R- плазмиды.

7. Vi — антиген ингибирует действие сывороточных и фагоцитарных бактериоцидных факторов.

Основными факторами патогенности сальмонелл является их способность проникать в макрофаги и размножаться в лимфоидных образованиях собственно слизистого слоя тонкого кишечника (пейеровы бляшки, солитарные фолликулы), а также продукция эндотоксина.

Патогенез поражений. Различия клинических форм заболеваний, вызываемых сальмонеллами, зависит от вирулентности и дозы возбудителя и состояния иммунной системы организма. Обычная доза, вызывающая клинические проявления — 10 6 — 10 9 бактерий, меньшая доза достаточна при иммунодефицитах, гипохлоргидрии и других заболеваниях желудочно — кишечного тракта.

Выделяют следующие основные формы сальмонеллезной инфекции:

— генерализованную (тифоподобный и септикопиемический варианты);

— бактерионосительство (острое, хроническое, транзиторное).

Существенные патогенетические особенности инфекционного процесса, вызываемого серотипами S.typhi, S.paratyphi A,B, являются основанием для выделения тифо- паратифозных заболеваний в самостоятельную нозологическую группу. Каждой фазе патогенеза соответствует клинический период заболевания и своя тактика лабораторного обследования. Основные фазы — внедрения возбудителя (соответствует инкубационному периоду), первичной локализации возбудителя (продромальный период), бактеремии (первая неделя заболевания), вторичной локализации сальмонелл (разгар заболевания — 2-3 недели), выделительно- аллергическая (реконвалесценция — 4 неделя заболевания).

Лабораторная диагностика. Основной метод — бактериологический. Исходя из патогенеза оптимальными сроками бактериологических исследований при гастроинтестинальных формах являются первые дни, при генерализованных формах — конец второй — начало третьей недели заболевания. При исследовании различных материалов (испражнения, кровь, моча, желчь, рвотные массы, пищевые остатки) наибольшая частота положительных результатов отмечается при исследовании испражнений, для возбудителя брюшного тифа и паратифов — крови (гемокультура).

Исследования проводят по стандартной схеме. Исследуемый материал засевают на плотные дифференциально — диагностические среды — высокоселективные (висмут- сульфит агар, агар с бриллиантовым зеленым), среднеселективные (среда Плоскирева, слабощелочной агар), низкоселективные (агары Эндо и Левина) и в среды обогащения. Для посева крови используют среду Рапопорт. На висмут- сульфит агаре колонии сальмонелл приобретают черный (реже- зеленоватый) цвет.Выросшие колонии пересевают на среды для первичной (среды Ресселя) и биохимической (сероводород, мочевина, глюкоза, лактоза) идентификации. Для предварительной идентификации используют О1- сальмонеллезный фаг, к которому чувствительно до 98% сальмонелл.

Для идентификации культур в РА используют поливалентные и моновалентные О-, Н- и Vi- антисыворотки. Сначала используют поливалентные адсорбированные О- и Н- сыворотки, а затем- соответствующие моновалентные О- и Н- сыворотки. Для идентификации возбудителей брюшного тифа и паратифов используют антитела к антигену О2 (S.paratyphi A), O4 (S.paratyphi B), O9 (S.typhi). Если культура не агглютинируется О- сывороткой, ее нужно исследовать с Vi- сывороткой. Для быстрого выявления сальмонелл используют поливалентные люминесцентные сыворотки.

Серологические исследования проводят для диагностики, а также выявления и дифференциации различных форм носительства. Применяют РА (реакцию Видаля) с О- и Н- диагностикумами и РПГА с применением поливалентных эритроцитарных диагностикумов, содержащих полисахаридные антигены серогрупп А,В,С,Д и Е и Vi- антиген.

Лечение — антибиотики (левомицетин и др.). Часто выявляют резистентные к антибиотикам штаммы. Необходимо определять антибиотикорезистентность выделенных культур.

Специфическая профилактика может применяться преимущественно в отношении брюшного тифа. Применяют химическую сорбированную брюшнотифозную моновакцину. Вакцинацию в настоящее время применяют преимущественно по эпидемическим показаниям.

источник

Цель. Провести бактериологический и серологический методы диагностики дизентерии. Оценить их диагностическую ценность. Ознакомиться с ИБМП для лабораторной диагностики дизентерии.

Задача. В инфекционной больнице в течение 6 дней лечиться больной с диагнозом: «Острая дизентерия». Жалобы при поступлении на высокую температуру, частый жидкий стул со слизью и кровью, боли в животе. Для подтверждения диагноза проведено бактериологическое исследование парными сыворотками на 3-й и 6-й дни болезни. Учтите результаты бактериологического и серологические исследования.

Бактериологический метод диагностики: выделение и идентификация чистой культуры.

1-й этап. Посев нативного материала. Или взятого с помощью петли из прямой кишки. Материал засевают на среду Плокирева или Левина или висмут-сульфит агар и помещается в термостат при температуре 37°С и инкубируется в течение 24-48 часов, петлю заливаем средой накопления ( селенитовый или желчный бульоны).

2-й этап. Выделение чистой культуры. Через 24 часа инкубации в термостате с помощью петли отвить типичную для дизентерийных бактерий бесцветную колонию на скошенный МПА или среду Олькеницкого для выделения чистой культуры и поместить в термостат на сутки. Из сред накопления произвести высев на среды Плоскирева, Левина или висмут-сульфит агар.

3-й этап. Идентификация выделенной культуры: а) морфология; б) биохимические свойства; в) антигенная структура;

4-й этап: учесть чувствительность выделенной культуры к антибиотикам и бактериофагу.

Серологический метод диагностики.

Для серологического исследования при постановке РПГА берется: а) сыворотка больного; б) эритроцитарный диагностикум; в) физиологический раствор.

Цель. Изучить специфические препараты для диагностики дизентерии.

Используя аннотации к диагностическим препаратам по теме «микробиология дизентерии», изучите препараты, применяемые при диагностике этой инфекции.

Аннотация лечебно-профилактических и диагностическим препаратов по теме «Микробиология дизентерии»

Бактериофаг дизентерийный поливалентный жидкий или в таблетках – стерильный фильтрат фаголизатов возбудителей бактериальной дизентерии: шигелл Флекснера 1,2,3,4,6- типов и шигелл Зонне

Интести-бактериофаг жидки – смесь стерильных фильтратов фаголизатов шигелл Флекснера 1,2,3,4,6-го серовариантов, шигелл Зоне; сальмонелл паратифа А, паратифа В, тифимуриум, инфантис, холерасуис, ораниенбург, энтеритидис; наиболее распространенных серовариантов кишечной палочки, протеус вульгарис и мирабилис, энтерококков, стафилококков, псевдомонас аеругиноза. Применяется для лечения кишечных инфекций.

Адсорбированные агглютинирующие сыворотки для идентификации шигелл. Получены из крови животных, иммунизированных определенными видами шигелл. Используются в бактериологическом методе для идентификации чистых культур.

Дизентерийный диагностикум. Состоит из взвеси убитых бактерий Флекснера и Зоне. Используется в серологическом методе.

Дизентерийный эритроцитарный диагностикум состоит из взвеси эритроцитов, нагруженных антигенами Флекснера, Зоне и др. используются для постановки РПГА в серологическом методе.

Цель. Изучить этиологию, эпидемиологию и патогенез брюшного тифа, паратифов и ПТИ. Овладеть основными методами лабораторной диагностики брюшного тифа, паратифов, и оценки результатов исследований. Научиться практически решать вопросы по специфической профилактике брюшного тифа.

По последней классификации отмечают два вида сальмонелл: 1)Salmonella bogori содержит 10 очень редких сероваров; 2)Salmonella choleraesuis включает 2500 сероваров. Диагностическим лабораториям рекомендовано внутри рода Salmonella использовать названия сероваров, например: Salmonella typhi или Salmonella typhimurium. Природный резервуар сальмонелл – человек, животные и птицы. Основной путь передачи – водный и пищевой. Сальмонеллы высокоустойчивы в окружающей среде: в питьевой воде – до 120 суток, в комнатной пыли – до 560 суток, в замороженном мясе – до 13 месяцев. Сальмонеллы имеют сложную антигеннюую структуру: в соответствии с содержанием тех или иных О-АГ сальмонеллы разделяют на серологические группы, обозначаемые арабскими цифрами. По Н-АГ микроорганизмы делят на серовары, Vi-АГ – фактор вирулентности. При идентификации сальмонелл принимают во внимание 3 антигена: О, Н и Vi. Этот принцип положен в основу диагностической антигенной схемы Кауфмана-Уайта. Типичную клиническую картину брюшного тифа и характерные патологоанатомические изменения вызывают как брюшнотифозные бактерии, так и бактерии паратифа А и В. Остальные сальмонеллы вызывают заболевания с синдромом гастроэнтероколита.

Для лабораторной диагностики сальмонеллезов используют оба принципа:

1) обнаружение возбудителя – метод бактериологический;

2) обнаружение специфических изменений – метод серологический;

Самостоятельная практическая работа

Цель. Провести бактериологический и серологический методы диагностики брюшного тифа, паратифов.

Задача. В инфекционную больницу поступила женщина на 6-й день болезни. для подтверждения диагноза был сделан посев крови, мочи, испражнений больной для выделения чистой культуры. Поставлена серологическая реакция с сывороткой больной. Учтите результаты исследований, оформите протокол.

Бактериологический метод диагностики

Выделение и идентификация чистой культуры.

1-й этап. Посев материала. Материал для исследования в зависимости от условий задачи может быть различным: кровь, испражнения, моча. Кровь больного берется на первой неделе болезни в количестве 5-10 мл стерильно из локтевой вены и засевается у постели больного во флаконы с 50-100 мл 10-20% желчного бульона. Испражнения и мочу засевают на среду Плоскирева, висмут-сульфит агар и залить средами обогащения: магниевую среду и селенитовый бульон.

2-й этап. Выделение чистой культуры. Через сутки делается посев петлей с желчного бульона на среды Плоскирева и висмут-сульфит агар для выделения чистой культуры. Из чашки со средой Плоскирева петлей откалывают типичную для сальмонеллезных палочек бесцветную колонию на трехсахарный (Олькеницкого, Клиглера) агар. Посевы помещают в термостат при температуре 37°С на сутки.

3-й этап идентификация чистой культуры:

а) морфологические свойства;

Положительная реакция агглютинации с одной из О-сывороток позволит определить групповую принадлежность выделенной культуры сальмонелл по таблице Кауфмана, после чего с соответствующими данной группе Н-монорецепторными сыворотками определяется серовар культуры.

Исследование выделенной культуры заканчивается определением фаготипа микроорганизмов. С этой целью выделенную культуру сеют на питательную среду и наносят петлей на засеянную поверхность брюшнотифозные фаги различных типов. Лизис культуры вызывается определенным фагом, что соответствует фаготипу культуры.

Серологический метод диагностики брюшного тифа. РНГА.

Ставиться по стандартной схеме в плашках или пробирках.

Выделение чистой культуры и её идентификация

Цель. Провести исследования для диагностики брюшнотифозного бактерионосительства.

Задача. Больной перенес брюшной тиф. Перед выпиской из стационара он был обследован для выявления бактерионосительства: возбудитель обнаружен в испражнениях, из мочи и желчи микроорганизмы не выделены. Проведен серологический метод диагностики: поставлена реакция Vi-гемагглютинации. Учтите результат. Оформите протокол.

Для серологического метода использованы ингредиенты: сыворотка больного, эритроцитарный Vi-диагностикум, физиологический раствор.

Цель. Изучить специфические препараты для диагностики сальмонеллезных инфекций.

Из аннотации по теме «Микробиология брюшного тифа » внести в протокол перечень специфических диагностических препаратов.

Аннотация К лечебно-профилактическим и диагностическим препаратам по теме «Микробиология брюшного тифа».

Вакцина брюшнотифозная спиртовая, обогащенная Vi-антигеном.

Вакцина брюшнотифозная Vi-полисахаридная.

Интести бактериофаг жидкий.

Люминисцирующаю брюшнотифозная сыворотка.

Адсорбированные агглютинирующие сыворотки.

Эритроцитарный сальмонеллезный диагностикум

Тема:Микробиологическая диагностика пищевых токсикоинфекций.

Цель. Изучить этиологию, эпидемиологию и патогенез пищевых токсикоинфекций (далее ПТИ). Овладеть основными методами лабораторной диагностики ПТИ и оценки результатов исследований.

Теоретическая справка. К пищевым отравлениям микробной природы относятся острые системные заболевания, возникающие в результате употребления пищевых продуктов, массивно обсемененных некоторыми микроорганизмами или зараженных микробными экзотоксинами. Это определение позволило подразделить все пищевые отравления, связанные с микроорганизмами, на пищевые токсикоинфекции и интоксикации. Первые вызывают преимущественно грамотрицательные бактерии, среди которых энтеробактерии занимают первое место. При этом название токсикоинфекции определяется поступлением в кровь бактериального эндотоксина (ЛПС), освобождающегося в большом количестве после массивного разрушения бактерий. Пищевые продукты, содержащие экзотоксины бактерий, вызывают пищевые интоксикации, а токсины грибов микотоксикозы.

Наиболее распространенными возбудителями пищевых токсикоинфекций являются сальмонеллы, реже E.coli, P.vulgaris, P.morganii, Bacillus cereus.

Патогенез и клиническая картина ПТИ определяются проникновением в желудочно-кишечный тракт большого количества соответствующих бактерий с зараженными пищевыми продуктами (мясо, рыба), подвергшимися недостаточной термической обработке. При этом сохранившие жизнеспособность бактериальные клетки быстро размножаются в благоприятных условиях. Одновременное проникновение в кишечник человека массивной дозы возбудителя, его последующее размножение и разрушение бактериальных клеток приводит к освобождению большого количества эндотоксина, оказывающего воздействие на интрамуральный нейрорецепторный аппарат тонкой кишки, периферические сосуды брюшной полости. Это сопровождается нейродистрофическими изменениями в стенке тонкой кишки и поражением клеток других органов. При ПТИ освобождение желудочно-кишечного тракта от возбудителей во многих случаях происходит достаточно быстро, иногда через несколько часов после начала заболевания. Бактериемия при этих заболеваниях как правило не наступает..

Лабораторная диагностика проводится бактериологическим методом, Материалом для исследования являются испражнения, рвотные массы, промывные воды желудка больных людей и остатки пищи и продуктов, из которых лона была приготовлена.

Пищевые интоксикации бактериальной природы возникают также при попадании с пищей в желудочно-кишечный тракт бактериальных токсинов, из которых наибольшую опасность представляют энтеротоксины Staphylococcus aureus, Clostridium perfringens и особенно ботулонейротоксин C. Botulinum. Для возникновения пищевой интоксикации не обязательно присутствие в продукте живых возбудителей.

Микробиологическая диагностика пищевых отравлений проводится методом выявления токсинов, а также выделения чистых культур возбудителя – продуцентов токсинов в остатках пищи и в материале, взятом от больного.

Бактериологическая диагностика токсикоинфекций, вызванных сальмонеллами, эшерихиями и протеем.

Материалом для исследования являются испражнения, рвотные массы, промывные воды желудка, остатки пищевых продуктов – возможные факторы передачи инфекции.

1этап Производится посев материала на дифференциально-диагностические среды (Эндо, Плоскирева, Левина, висмут-сульфит агар) для выделения чистой культуры сальмонелл или эшерихий, а также в конденсационную воду в пробирке со скошенным агаром.

2 этап. После инкубации посевов при температуре 37°С в течение 20 – 24 ч. отмечают цвет колоний на чашках с дифференциальной средой и наличие «ползучего» роста, характерного для протея, в пробирке со скошенным агаром. Подозрительные колонии пересевают на трехсахарный агар для получения чистой культуры и одновременно ставят с ними реакцию агглютинации на стекле, используя смесь диагностических сывороток к разным сероварам сальмонелл.

3 этап. С выросшей культуры на трехсахарном агаре делают мазок и определяют чистоту выделенной культуры, ставят реакции агглютинации с групповыми О сыворотками и монорецепторными Н- сыворотками и делают посев на среды «пестрого» ряда. При выделении одного и того же серовара сальмонелл из организма больного и пищевого продукта делают окончательное заключение об этиологии пищевой токсикоинфекции- факторе передачи инфекции.

На условно-патогенную микрофлоруфлору

2этап При наличии «ползучего» роста на скошенном питательном агаре из конденсационной воды петлей берут материал для приготовления препарата «висячая» капля с целью установления подвижности и для мазка, который окрашивают по Граму и микроскопируют.

3 этап Производят пересев на трехсахарный агар (Клиглера, Олькеницкого) и выделяют чистую культуру протея,

4 этап определяют биохимические и другие признаки и устанавливают вид: P. vulgaris, P. mirabilis.

Оценка роли условно-патогенных микроорганизмов в этиологии пищевых токсикоинфекций должна быть строго аргументирована:

а) бактериологическим, серологическим, эпидемиологическим и клиническим исключением сальмонеллезов, дизентерии, холеры;

б) выделением идентичных штаммов условно-патогенных бактерий из рвотных масс, промывных вод желудка, испражнений, продуктов;

в) нарастанием титров реакции агглютинации с аутоштаммами возбудителей в динамике заболевания.

Лабораторная диагностика пищевых интоксикаций бактериальной природы

1. Материалом для определения стафилококкового энтеротоксина являются рвотные массы, промывные воды желудка больных, остатки пищи (чаще кремы, сметана, мороженое, а также мясные продукты, в которых хорошо размножаются стафилококки).

С целью выделения чистой культуры стафилококка исследуемые материалы, которые могут содержать жизнеспособные бактерии, засевают в чашки с ЖСА.

Для эпидемиологического анализа массовых стафилококковых интоксикаций проводят фаготипирование выделенных культур с помощью набора стафилококковых фагов.

2. Материалом для выявления энтеротоксина клостридий С. perfringens являются мясные, рыбные консервы и другие продукты, из которых экстрагируют токсин изотоническим раствором хлорида натрия. Экстракт центрифугируют и надосадочную жидкость вводят внутрибрюшинно белым мышам или внутрикожном морским свинкам. Гибель животных в течение первых 3-4 дней появление некроза на месте внутрикожных инъекций свидетельствует о наличии токсина. Для его идентификации ставят реакцию нейтрализации с антитоксическими сыворотками С. perfringens.

Выделение чистой культуры С. perfringens и С. botulinum производят, используя методы выделения анаэробных бактерий.

3. Материалом для выявления ботулотоксина служат сыворотка крови, моча, испражнения, промывные воды желудка больного, остатки пищи или подозреваемые продукты (колбасы, мясные, рыбные, фруктовые, овощные консервы и др.). Для обнаружения ботулотоксина в сыворотке крови больного ставят реакцию нейтрализации таксина антитоскической сывороткой в биопробе на белых мышах. (с , моновалентными антитоксическими противоботулиническими сыворотками типов А, В, Е. F,C В качестве контроля берут нормальную сыворотку крови. При нейтрализации токсина гомологичной антитоксической сывороткой мыши остаются живыми.

Дата добавления: 2013-12-13 ; Просмотров: 2618 ; Нарушение авторских прав? ;

Нам важно ваше мнение! Был ли полезен опубликованный материал? Да | Нет

источник

4.2. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Бактериологическая диагностика брюшного тифа и паратифов А, В и С

Дата введения: с момента утверждения

1. РАЗРАБОТАНЫ: ФГУН Санкт-Петербургский НИИЭМ им. Пастера Роспотребнадзора (Л.А.Кафтырева, З.Н.Матвеева, Г.Ф.Трифонова); ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И.Мечникова» Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию (А.Г.Бойцов).

2. РЕКОМЕНДОВАНЫ К УТВЕРЖДЕНИЮ Лабораторным Советом Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (протокол от 24.12.07 N 11фц/5327).

3. УТВЕРЖДЕНЫ Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 29 декабря 2007 г. 0100/13745-07-34

4. ВВЕДЕНЫ В ДЕЙСТВИЕ с момента утверждения.

1.1. В методических рекомендациях изложены основные принципы и особенности бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С; содержатся современные сведения о биологических свойствах возбудителей, резистентности к антибактериальным препаратам, о питательных средах для их выделения и особенностях дифференциации возбудителей брюшного тифа и паратифов от других серологических вариантов сальмонелл.

1.2. Методические рекомендации предназначены для специалистов микробиологических лабораторий, проводящих соответствующие исследования.

АБП — антибактериальный препарат

ВСА — висмут-сульфит агар

ЛПУ — лечебно-профилактическое учреждение

МПК — минимальная подавляющая концентрация

П — промежуточный

У — устойчивый

Ч — чувствительный

РИФ — реакция иммунофлюоресценции

ЦНС — центральная нервная система

В таблицах:

«+» — положительная реакция в первые сутки;

«-» — отрицательная реакция на 4-20 сутки;

«(+)» — замедленная положительная реакция на 2-20 сутки;

d — различные ферментативные реакции.

Возможна дифференциация на ферментативные варианты.

3.1. Брюшной тиф и паратифы А, В и С являются антропонозными кишечными инфекциями, вызываемыми микроорганизмами Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi A, Salmonella Paratyphi В и Salmonella Paratyphi С. В настоящее время чаще регистрируется брюшной тиф, реже — паратиф В, редко — паратиф А и крайне редко — паратиф С.

3.2. Заболевания характеризуются язвенным поражением лимфатической системы тонкой кишки, бактериемией, лихорадкой, циклическим клиническим течением с выраженной интоксикацией, розеолезной сыпью на кожных покровах туловища, гепато- и спленомегалией. Более характерен запор, нежели диарея. Изъязвление пейеровых бляшек подвздошной кишки примерно в 1% случаев приводит к кишечному кровотечению и прободению кишечника с самыми неблагоприятными последствиями для больного.

3.3. Диагноз брюшного тифа и паратифов А, В и С ставится на основании клинических признаков болезни с учетом эпидемиологического анамнеза и данных комплексного лабораторного обследования, которое включает классические бактериологический и серологический методы. Бактериологическая диагностика имеет приоритетное значение, т.к. в этом случае удается получить наиболее полную информацию о биологических свойствах возбудителя, включая его чувствительность к антибактериальным препаратам.

3.4. Применение антимикробных препаратов для этиотропной терапии брюшного тифа и паратифов позволило, с одной стороны, снизить летальность с 10-20% до уровня менее 1%, а с другой стороны — осложнило лабораторную диагностику, т.к. нередко забор материала для лабораторного исследования осуществляется уже после начала антибиотикотерапии. Этот факт заставляет более тщательно подходить к вопросу выбора материала для исследования, взятия исследуемого материала, техники исследования.

3.5. Современной особенностью эпидемиологии брюшного тифа является резкое увеличение частоты завоза (заноса) инфекции с эндемичных по этому заболеванию территорий, стран ближнего и дальнего зарубежья, а также заражение жителей России при выезде в эти страны и в процессе миграции внутри страны. Другой особенностью является наличие обширного контингента высокого эпидемиологического риска в виде лиц без определенного места жительства, среди которых регистрируется высокая заболеваемость брюшным тифом.

3.6. Данные методические рекомендации составлены с целью унификации методов бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С, а также правильной интерпретации результатов лабораторного исследования с учетом современных особенностей клиники, лечения и эпидемиологической обстановки на конкретных территориях.

Показанием к проведению бактериологического исследования биологического материала на наличие возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С является необходимость обследования:

4.1) больных с подозрением на тифопаратифозное заболевание, а также с лихорадкой неясной этиологии, продолжающейся 5 и более дней;

4.2) лиц, общавшихся с больными брюшным тифом и паратифами А, В, С;

4.3) работников отдельных профессий, производств и организаций при поступлении на работу и по эпидемиологическим показаниям;

4.4) лиц перед поступлением в стационары и специализированные санатории по клиническим и эпидемиологическим показаниям;

4.5) лиц при оформлении на стационарное лечение в больницы (отделения) психоневрологического (психосоматического) профиля, дома престарелых, интернаты для лиц с хроническими психическими заболеваниями и поражениями ЦНС, в другие типы закрытых учреждений с круглосуточным пребыванием;

4.6) больных брюшным тифом и паратифами после исчезновения клинических симптомов перенесенного заболевания перед выпиской из стационара;

4.7) лиц, переболевших брюшным тифом и паратифами, во время диспансерного наблюдения;

4.8) хронических бактерионосителей, выявленных среди работников отдельных профессий, производств и организаций, при повторном поступлении на работу на указанные предприятия и объекты;

4.9) секционного материала при подозрении на заболевание брюшным тифом и паратифами.

5.1. Стандартное испытательное и вспомогательное оборудование, средства измерения для микробиологических лабораторий.

5.2. Питательные среды, диагностические сыворотки и химические реагенты для культивирования, выделения, идентификации и определения чувствительности к антибактериальным препаратам возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С.

5.3. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

6.1. Принцип бактериологического метода основан на обнаружении живых микроорганизмов в различных биологических субстратах (кровь, моча, кал, желчь, костный мозг, розеолы) в зависимости от стадии заболевания. Для этого производят посев определенного количества биологического материала на специальные питательные среды с последующей инкубацией в термостате и идентификацией выросших колоний микроорганизмов, характерных для S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С, по культурально-ферментативным свойствам и антигенной характеристике.

6.2. Только бактериологическое исследование может обеспечить точную постановку этиологического диагноза и контроль освобождения организма от возбудителя. В отношении дифференциальной диагностики брюшного тифа и паратифов единственным методом является лабораторное исследование биологического материала с выделением возбудителя и идентификация его до уровня серологического варианта, т.к. клиническое течение инфекционного процесса не всегда позволяет различить эти нозологические формы.

7.1. Выделение возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С проводят по одной и той же схеме бактериологического исследования биоматериалов.

7.2. Порядок сбора материала для лабораторных исследований на тифо-паратифозные заболевания определен СП 3.1.1.2137-06.

7.3. Техника сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории описана в МУ 4.2.2039-05.

7.4. Материалом для бактериологического исследования с целью диагностики брюшного тифа и паратифов являются:

кровь;

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

Возбудители могут быть также выделены из:

розеол;

костного мозга;

грудного молока.

Материалом для бактериологического исследования с целью выявления бактерионосителей, согласно СП 3.1.1.2137-06, являются:

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

7.5. Исследование секционного материала проводится с целью уточнения диагноза.

7.6. Сбор биологического материала для лабораторных исследований осуществляется до начала этиотропного лечения: медицинским работником, заподозрившим тифо-паратифозную инфекцию; при групповой и вспышечной заболеваемости — специалистами учреждений Роспотребнадзора и персоналом лечебно-профилактических учреждений. От госпитализируемых больных материал для бактериологического исследования забирается в приемном отделении стационара.

7.7. От лиц, общавшихся с больными или носителями (контактными), сбор материала проводится медицинскими работниками ЛПУ и других организаций и учреждений по месту выявления больных.

7.8. Биоматериал для лабораторного исследования сопровождают специальным направлением. Доставка материала самими обследуемыми не допускается. При невозможности своевременной доставки материала используют консерванты и транспортные среды (табл.1).

Показанием к исследованию крови является подозрение на тифо-паратифозные заболевания или лихорадочное состояние невыясненного происхождения (лихорадка неясного генеза), наблюдающееся в течение 5 и более дней (СП 3.1.1.2137-06).

Соотношение кровь — питательная среда должно быть 1:10-1:60. Количество независимо отбираемых проб крови и время их взятия определяется лечащим врачом согласно МУ 4.2.2039-05 при лихорадке неясного генеза или согласно МУ 04-723/3 МЗ СССР (1984) при подозрении на тифо-паратифозные заболевания. У больных, получающих антибактериальные препараты, пробы необходимо собирать непосредственно перед введением (приемом) следующей дозы препарата.

При наличии лихорадки оптимальным является взятие крови на фоне повышения температуры тела (но не на пике температуры!). Посев на питательные среды проводят непосредственно у постели больного.

При подозрении на тифо-паратифозные заболевания для посева крови можно использовать среду Рапопорт, 20%-й желчный бульон, мясопептонный бульон с добавлением 1%-й глюкозы (во флаконах по 100 мл). Ранее использовали посев крови в стерильную дистиллированную (водопроводную) воду. Однако предпочтительнее использовать специальные среды для посева крови.

Количество засеваемой крови в разгар лихорадки может составлять 10 мл, в более поздние сроки — до 20 мл (у детей — до 5 мл).

При лихорадке неясного генеза продолжительностью более 5 дней, как правило, должны исследоваться несколько проб крови. Взятие крови из вены проводят согласно МУ 4.2.2039-05. Это необходимо для дифференциации истинной бактериемии от случайной контаминации крови при венопункции (вероятность загрязнения пробы вследствие случайного прокола сальной или потовой железы составляет 3%). Для посева крови в этом случае используют две среды: 1) среду для аэробов и факультативных анаэробов и 2) среду для облигатных анаэробов (например, «двойная» среда + тиогликолевая среда согласно приказу МЗ СССР от 12.04.85 N 535) или универсальную среду для аэробов и анаэробов.

Предпочтительно использовать промышленно произведенные среды, разрешенные к применению в России.

Посевы инкубируют при 37 °С в течение 10 суток с ежедневным просмотром. При этом флаконы с «двойной» средой наклоняют, омывая плотную часть среды.

При отсутствии признаков роста на 10-й день выдается отрицательный ответ.

При наличии признаков роста (помутнение, покраснение среды Рапопорт, появление видимых колоний на плотной части «двойной» среды) проводят высев параллельно на полиуглеводную среду и плотную среду в чашках Петри (кровяной агар в случае лихорадки неясного генеза и среда Эндо при подозрении на тифо-паратифозные заболевания).

Прямой высев на полиуглеводные среды проводят для сокращения сроков исследования, исходя из предположения, что при посеве крови с высокой вероятностью будет наблюдаться рост монокультуры возбудителя. Для контроля этого предположения и выделения чистой культуры путем откола отдельных колоний необходим параллельный высев на среду Эндо или кровяной агар.

Если на этих средах наблюдается рост монокультуры, то можно учитывать биохимические свойства по полиуглеводной среде. Для контроля чистоты культуры необходимо провести микроскопию мазка с полиуглеводной среды, окрашенного по Граму. На этом этапе возможна также постановка реакции агглютинации на стекле с соответствующими агглютинирующими О- и Н-сальмонеллезными сыворотками и выдача предварительного ответа.

Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы представлена на рис.1.

Рис.1. Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы

Схема бактериологического исследования крови пациентов при лихорадке неясного генеза представлена на рис.2.

Рис.2. Схема бактериологического исследования крови пациентов с лихорадкой неясного генеза

Ход дальнейшей идентификации культуры по культурально-морфологическим, ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Транспортные среды и консерванты, наиболее часто используемые для транспортирования испражнений

всех кишечных патогенов, включая кампилобактерии

всех энтеробактерий, кроме иерсиний; предпочтительна для шигелл

всех энтеробактерий, включая кампилобактерии

Пробы испражнений, собранные непосредственно из прямой кишки с помощью ректального тампона, используют преимущественно для объективизации диагноза (МУ 4.2.2039-05). Взятие материала осуществляется средним медицинским персоналом. Как правило, специальный зонд для взятия мазка входит в состав транспортной системы. Важно отметить, что попадание транспортных сред на слизистую прямой кишки недопустимо! Поэтому ректальный тампон должен погружаться в транспортную среду только после взятия материала. Больного просят лечь на бок с притянутыми к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Зонд-тампон вводят в задний проход на глубину 4-5 см и, аккуратно вращая его вокруг оси, собирают материал с крипт ануса. Осторожно извлекают зонд-тампон и погружают его в транспортную среду. Транспортирование тампона без среды не допускается.

В лаборатории посев проб испражнений проводят непосредственно на плотные дифференциально-диагностические питательные среды и параллельно на среду обогащения.

Схема бактериологического исследования испражнений представлена на рис.3.

Рис.3. Схема бактериологического исследования испражнений

Из нативных испражнений готовят суспензию в 0,9%-м растворе хлорида натрия в соотношении 1:5-1:10, оставляют на 30 мин для оседания крупных частиц. После этого одну каплю надосадочной жидкости засевают на чашки с плотными питательными средами и 1 мл суспензии — в среду обогащения (соотношение материал-среда должно быть 1:5).

Испражнения, доставленные в лабораторию в консерванте (транспортной среде), перед посевом должны быть тщательно гомогенизированы в среде, после чего проводят прямой посев материала на плотные среды и среду обогащения в тех же соотношениях, что и нативные испражнения.

Пробы испражнений, собранные с помощью ректального тампона, исследуются аналогично испражнениям, доставленным в консерванте. Следует помнить, что ректальный тампон содержит меньшее количество микроорганизмов по сравнению с нативными испражнениями, поэтому посевная доза должна быть увеличена.

Максимальное выявление S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С в испражнениях достигается при использовании сред обогащения, хотя у больных в остром периоде заболевания возбудитель достаточно часто выделяют и при прямом посеве. Посев на среды обогащения параллельно с прямым высевом обязателен!

Все посевы инкубируют при 37 °С на дифференциально-диагностических средах 18-24 ч, на висмут-сульфит агаре — 24-48 ч. Через 24 ч проводят высев со сред обогащения на плотные среды (висмут-сульфит агар или среду Эндо). Колонии, характерные для данных возбудителей, выросшие на плотных средах, отсевают на полиуглеводную среду.

Необходимо отметить, что техника распределения материала по поверхности чашки с плотными средами должна обеспечить рост изолированных колоний типичного вида, по которому можно визуально оценить культуральные свойства микроорганизма.

Для выделения S. Typhi предпочтительнее использовать висмут-сульфит агар (ВСА). Типичные колонии S. Typhi имеют черный цвет и окружены черным или коричневым ободком с металлическим блеском. Однако при обильном росте S. Typhi часто не дает характерного почернения ВСА, поэтому чашки должны быть засеяны так, чтобы обеспечить рост отдельных колоний.

Пробы фекалий можно засевать на стандартные селективные среды для энтеробактерий, разрешенные к применению на территории Российской Федерации. Тем не менее, для выделения S. Турhi предпочтительнее всего использовать висмут-сульфит агар. Ход дальнейшей идентификации культур по ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Посев мочи производят для диагностики с первых дней заболевания и вплоть до выписки больного, а также с целью выявления бактерионосительства. Так как при тифе и паратифах выделение возбудителя с мочой происходит периодически и кратковременно, исследования мочи необходимо проводить повторно с промежутками 5-7 дней.

Следует строго придерживаться общих правил сбора мочи, изложенных в МУ 4.2.2039-05. Вне зависимости от способа получения мочи, она должна быть доставлена в лабораторию в течение 2 ч. В крайнем случае допускается хранение мочи в течение ночи в холодильнике.

Следует помнить, что в зависимости от химического состава мочи бактерии в ней могут при хранении как отмирать, так и размножаться.

Увеличение срока сохранения материала может крайне затруднить интерпретацию результата.

Производят прямой посев мочи (или осадка после центрифугирования) без предварительного обогащения согласно приказу МЗ СССР N 535 на плотные дифференциально-диагностические среды, рекомендуемые для сальмонелл, в том числе возбудителей брюшного тифа и паратифов. Параллельно нативная моча засевается в среды обогащения двойной концентрации в соотношении 1:1 или осадок мочи — в среды обычной концентрации. Посевы помещают в термостат при 37 °С на 18-24 ч, а затем со среды обогащения производят высев на плотные дифференциально-диагностические среды. Колонии, выросшие на плотных средах, идентифицируют по культурально-ферментативным и серологическим свойствам.

Желчь собирают в три стерильные пробирки или стерильные одноразовые контейнеры раздельно по порциям А, В, С согласно МУ 4.2.2039-05 и доставляют в лабораторию.

Проводят исследование каждой порции (А, В, С) отдельно или готовят смесь из трех порций. Пробы засевают:

на плотные дифференциально-диагностические среды (ВСА, Эндо, ЭМС или др.) в количестве 0,5 мл;

в пробирку (флакон) с питательным бульоном в соотношении 1:10. Нет необходимости засевать желчь на среды обогащения, т.к. желчь сама является хорошей питательной средой для возбудителей брюшного тифа и паратифов.

Засеянные среды вместе с остатками желчи инкубируют при 37 °С.

Через 18-24 ч просматривают посевы на плотных питательных средах (результаты роста на ВСА учитывают через 24 и 48 ч) и делают пересев подозрительных колоний на полиуглеводную среду.

Из питательного бульона производят высевы на плотные дифференциально-диагностические среды.

Из оставшейся желчи в случае отрицательного результата прямого посева делают повторные высевы на плотные дифференциально-диагностические среды через 18-24 ч и на 3, 5, 7 и 10 сутки.

Проводят идентификацию выросших микроорганизмов по культурально-морфологическим, ферментативным и серологическим свойствам.

Бактериологическое исследование («соскоб» с розеол) проводят при наличии хорошо выраженных розеол. Материал собирают асептически. Для этого участок кожи над розеолами обрабатывают 70%-м этиловым спиртом, затем протирают ватным тампоном, смоченным стерильным 0,9%-м раствором хлористого натрия и осушают стерильным тампоном.

Материал для исследования (тканевую жидкость) получают путем скарификации кожи над розеолой с помощью скальпеля. На поврежденную кожу наносят 1-2 капли желчного бульона или изотонического раствора хлорида натрия, смешивают с выступившей тканевой жидкостью и собирают пастеровской пипеткой или аналогичным одноразовым стерильным устройством в пробирку с одной из жидких сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.). В лаборатории посев выдерживают при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды (Эндо, ЭМС, ВСА).

Дальнейшее исследование проводят, как при бактериологическом исследовании другого биологического материала.

Хорошо известно, что при лабораторном подтверждении диагноза «брюшной тиф» наиболее результативным является бактериологическое исследование костного мозга (высеваемость возбудителя составляет 90-95%). Даже у пациентов с легкими и стертыми формами брюшного тифа, трудными для клинического распознавания, а также на фоне приема антимикробных препаратов, высеваемость миелокультур значительно выше, чем гемокультур.

Однако на практике бактериологическое исследование костного мозга проводится очень редко, только по особым клиническим показаниям, при отсутствии других лабораторных данных, подтверждающих диагноз брюшной тиф или паратиф, т.к. эта инвазивная процедура достаточно травматична. Забор материала для исследования проводят только в условиях стационара при наличии соответствующего специалиста.

Материал для бактериологического исследования (аспират) в количестве 0,50-0,75 мл получают асептически, путем проведения пункции грудины (рукоятки или тела) и засевают в пробирку с одной из сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.).

Если аспират невозможно засеять в среду обогащения сразу после пункции, его собирают в стерильную пробирку и немедленно направляют в лабораторию, где производится посев в среду обогащения. В лаборатории посевы инкубируют при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды.

Дальнейшее исследование проводят, как при бактериологическом исследовании другого биологического материала.

Перечень питательных сред для выделения и идентификации возбудителей кишечных инфекций, в частности энтеробактерий, обширен и неуклонно расширяется. Выбор конкретных сред во многом обусловлен местными экономическими условиями и традициями. Тем не менее, при этом следует руководствоваться несколькими основными принципами.

14.1. В описании питательной среды должно быть указано, что она может быть использована не просто для выявления сальмонелл, а именно Salmonella Typhi и S. Paratyphi А, В и С.

14.2. Следует отдавать предпочтение сухим питательным средам известных производителей по сравнению со средами, непосредственно изготовляемыми в лаборатории.

14.3. Каждая партия питательной среды в лаборатории должна контролироваться с помощью тест-штаммов (внутренний контроль качества).

14.4. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

В настоящее время для изучения ферментативной активности микроорганизмов семейства Enterobacteriaceae, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов, разработаны, выпускаются и зарегистрированы различные диагностические тест-системы отечественного и зарубежного производства (от наиболее простых классических сред Гисса в пробирках и планшетах до автоматических анализаторов). Если тест-системы позволяют идентифицировать микроорганизм до уровня рода и выявлять особенности ферментативной активности штаммов, то они могут быть использованы для идентификации возбудителей брюшного тифа и паратифов. Методика работы с тест-системами подробно изложена в инструкциях по применению и их следует строго соблюдать.

Подвижные грамотрицательные палочки не образуют спор и капсул, факультативные анаэробы хорошо растут на обычных питательных средах.

На простом питательном агаре — слегка выпуклые с ровным краем и гладкой поверхностью, влажные с блеском колонии более 1 мм.

На дифференциально-диагностических средах (содержащих лактозу как дифференцирующее вещество) — прозрачные, бесцветные или голубоватые, а иногда розоватые или цвета среды колонии (среды Эндо, Плоскирева, ЭМС и другие аналогичные среды).

На SS-arape — колонии цвета среды с черным центром.

На висмут-сульфитной среде — изолированные колонии S. Typhi, S. Paratyphi В — черные с характерным металлическим блеском, среда под колонией прокрашена в черный цвет. Колонии S. Paratyphi A — зеленоватые, светлые в цвет среды, нежные.

Штаммы S. Paratyphi В (возбудитель паратифа В) на мясопептонном агаре могут образовывать по периферии колоний приподнятый слизистый вал. Слизистый вал развивается на 2-5 сутки при хранении посевов при комнатной температуре. Этот признак не является постоянным и диагностическим.

Изучение ферментативных свойств проводится в отношении набора углеводов, многоатомных спиртов, аминокислот и других органических соединений, применяемых при идентификации и изучении сальмонелл и других энтеробактерий. Как правило, в практических лабораториях используют небольшое количество тестов, позволяющих идентифицировать основные роды, входящие в семейство кишечных бактерий. Характеристика ферментативных свойств сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, представлена в табл.2.

Ферментативные свойства возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С

Ферментативные варианты S. Typhi

Штаммы S. Paratyphi A:

ферментируют глюкозу с образованием кислоты и газа, как и большинство представителей рода Salmonella;

не продуцируют сероводород. На полиуглеводных средах отсутствует потемнение и почернение среды. Это свойство отражается на цвете колоний, вырастающих на висмут-сульфит агаре;

не растут на среде Симмонса, т.к. являются ауксотрофами и не способны утилизировать цитрат как единственный источник углерода;

дают отрицательную реакцию на среде с лизином (-) и положительную реакцию с орнитином и аргинином (+);

не ферментируют ксилозу (-);

ферментируют арабинозу (+)

Штаммы S. Paratyphi В

Ферментативная активность возбудителя паратифа В характерна для большинства представителей рода Salmonella, вида enterica, подвида 1 (enterica), вызывающих сальмонеллезную инфекцию у людей. Однако этот серовар включает два биологических варианта с одинаковой антигенной структурой, но различающихся по способности ферментировать d-тартрат. До 2001 г. в схеме Кауфмана-Уайта они относились к разным сероварам и имели различные названия: серовар S. Paratyphi В, штаммы которого d-тартрат отрицательные и серовар S. Java, штаммы которого ферментируют d-тартрат. Определение способности ферментировать d-тартрат имеет важное эпидемиологическое значение, так как S. Java (d-тартрат положительные штаммы) обычно выделяют от животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции.

S. Paratyphi В (d-тартрат отрицательные), как правило, вызывают заболевания у людей и очень редко выделяются от животных. В 2001 г. серовар Java официально исключен из схемы Кауфмана-Уайта, и d-тартрат-положительные штаммы в современной схеме рассматриваются как биовар серовара S. Paratyphi В (табл.4).

Различные обозначения ферментативных вариантов S. Paratyphi В

Антигенная структура антигены

Серологический вариант по схеме Кауфмана-Уайта

Таким образом, в настоящее время серологический вариант S. Paratyphi В с антигенной структурой 1 , 4, [5], 12: b: 1,2 включает два биовара, различающихся по ферментации d-тартрата:

S. Paratyphi В d-тартрат и S. Paratyphi В d-тартрат .

Эти изменения в схеме Кауфмана-Уайта затрагивают только обозначения (названия) сальмонелл с одинаковой антигенной структурой и не касаются эпидемиологических особенностей заболеваний, вызываемых этими биологическими вариантами.

В повседневной практической работе можно сохранить старые названия этого серовара, однако знать об изменениях в схеме необходимо для того, чтобы правильно трактовать материалы зарубежной литературы. Прописи сред с d-тартратом представлены в МУ 04-723/3 МЗ СССР, 1984.

В случае выделения S. Paratyphi В от людей, объектов окружающей среды, животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции, необходимо определять биовар по отношению к d-тартрату. Выполнение этой процедуры позволит избежать диагностических ошибок. Этот тест служит эпидемиологическим маркером штамма.

Штаммы S. Paratyphi С

Ферментативная характеристика штаммов S. Paratyphi С не имеет выраженных отличительных особенностей. Ферментативные реакции такие же, как и у других широко распространенных сероваров сальмонелл. На питательных средах штаммы S. Paratyphi С растут в виде характерных для сальмонелл колоний.

В то же время, следует помнить, что штаммы трех сероваров серологической группы С — S. Paratyphi С, S. Typhisuis и S. Choleraesuis — имеют практически одинаковую антигенную структуру и могут быть надежно дифференцированы по культуральным и ферментативным признакам, подтверждающим достоверность серологической идентификации возбудителя. На ВСА штаммы S. Typhisuis и S. Choleraesuis дают атипичные колонии: они образуют светло-зеленые колонии, видимые лишь к 48 ч инкубации (S. Choleraesuis — мелкие, S. Typhisuis — мельчайшие). Штаммы S. Typhisuis на среде Эндо растут в виде мелких колоний. Среда Плоскирева практически непригодна для выделения этого серовара, так как отмечается ингибирующий рост эффект: колонии мельчайшие, едва заметные невооруженным глазом, рост проявляется к 48 ч инкубации. В пределах серовара S. Choleraesuis известен вариант «kunzendorf», штаммы которого отличаются стойким отсутствием фазы 1 антигена Н («с») и ферментативными особенностями. Культуральные и ферментативные свойства этих сероваров необходимо знать и учитывать при идентификации, т.к. S. Typhisuis и S. Choleraesuis являются хозяин-адаптированными сальмонеллами для свиней. Характеристика ферментативных свойств этих сероваров представлена в табл.5.

Ферментативные свойства штаммов S. Paratyphi С, S. Typhisuis, S. Choleraesuis, S. Choleraesuis var. kunzendorf

Choleraesuis var. kunzendorf

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С сложная, как у других представителей рода сальмонелл. В практической работе микробиологов при идентификации серологического варианта сальмонелл во внимание принимаются три основных антигенных комплекса: О-, Н-, Vi-. Именно этот принцип положен в основу антигенной классификации сальмонелл в схеме Кауфмана-Уайта.

Возбудители брюшного тифа и паратифов относятся к разным серологическим группам сальмонелл. Возбудитель брюшного тифа (Salmonella Typhi) принадлежит к серологической группе D, возбудитель паратифа A (Salmonella Paratyphi A) — к серологической группе А, возбудитель паратифа В (Salmonella Paratyphi В) — к серологической группе В, возбудитель паратифа С (Salmonella Paratyphi С) — к серологической группе С. Полная антигенная структура этих микроорганизмов представлена в табл.6.

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С согласно схеме Кауфмана-Уайта (2001)

Примечание к таблице.

Схема Кауфмана-Уайта является таблицей антигенных формул известных сероваров сальмонелл и создана для целей практической идентификации штаммов. Детали, не нужные для определения серовара, в схеме не приводятся, однако некоторые из них будут обсуждены в данном примечании.

1. Антигены, входящие в состав О-антигенных комплексов, обусловленные фаговой конверсией, в схеме подчеркнуты (например, О-антиген 1 ). Эти антигены присутствуют только в том случае, если штаммы лизогенизированы соответствующим конвертирующим фагом.

2. [ ] = Факторы О-антигенного комплекса, указанные в квадратных скобках, могут присутствовать или отсутствовать у штаммов вне зависимости от фаговой конверсии (например, О-фактор [5] серогруппы В О : 4).

3. [ ] = Факторы Н-антигенов, заключенные в квадратные скобки, указывают, что они редко обнаруживаются и, как правило, были идентифицированы у «диких» штаммов. Например, подавляющее большинство штаммов S. Paratyphi А — монофазные. Они содержат Н-антиген 1-й фазы — «а». В редких случаях могут быть выделены дифазные штаммы S. Paratyphi А с антигеном 2-й фазы Н: 1,5. Поэтому в схеме в формуле этого серовара Н-антиген 2-й фазы указан в квадратных скобках [1,5].

4. Наиболее важными в идентификации возбудителя брюшного тифа и паратифа С являются идентификация Vi-антигена. Однако содержание этого антигена в культурах S. Typhi и S. Paratyphi С может варьировать. Соответственно количеству его в культурах, в частности S. Typhi, последние можно подразделить на три группы:

V-форма — содержит Vi-антиген в большом количестве и является О-инагглютинабельной;

W-форма — не имеет Vi-антигена и является О-агглютинабельной;

VW-форма — промежуточная, она содержит Vi-антиген и, тем не менее, является О-агглютинабельной.

Большинство штаммов S. Typhi содержит Vi-антиген, особенно развит он в свежевыделенных штаммах и культурах, выращиваемых при 37 °С.

Следует запомнить, что присутствие или отсутствие дополнительных О- или Н-факторов (подчеркнутых или в квадратных скобках) не влияет на определение серологического варианта штамма. В то же время, эти факторы интересны как эпидемиологические маркеры штаммов, принадлежащих к одному серовару.

5. Очень редко штаммы сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, могут обладать так называемой «R-фазой» Н-антигена.

В практических лабораториях такие штаммы не смогут быть идентифицированы до уровня серовара при традиционном серотипировании.

Дальнейшее детальное изучение таких штаммов (идентичных по ферментативным свойствам S. Typhi, S. Paratyphi А, В, С) должно проводиться в национальных (региональных) сальмонеллезных центрах. Как правило, подтвердить серовар у таких штаммов можно с помощью дополнительных методов (молекулярно-генетических).

В настоящее время отмечен неуклонный рост резистентности штаммов энтеробактерий к широкому спектру антимикробных препаратов. Уже во второй половине прошлого столетия были зарегистрированы вспышки брюшного тифа, вызванные возбудителем, резистентным к левомицетину (в Мексике). В развивающихся странах Южной Азии (Индия, Бангладеш, Вьетнам, Пакистан и Таджикистан) и Южной Африки, эндемичных по брюшному тифу, появились штаммы S. Typhi, резистентные к нескольким антимикробным препаратам, традиционно применявшимся в качестве терапии первой линии — ампициллину, хлорамфениколу (левомицетину) и ко-тримаксозолу, и их число стало стремительно увеличиваться. В последние годы в странах Азии полирезистентные штаммы составляют до 80% всех выделенных возбудителей, поэтому указанные препараты утратили свое значение при терапии брюшного тифа.

Современными препаратами выбора при лечении брюшного тифа и паратифов являются фторхинолоны. В ряде случаев, особенно при лечении детей, возможно применение цефалоспоринов третьего поколения. Однако штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте и обладающие пониженной чувствительностью к ципрофлоксацину, также становятся эндемичными для стран Азии.

Согласно действующим методическим указаниям по определению чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам МУК 4.12.1890-04* следует проводить определение чувствительности выделенного микроорганизма к АБП, если уровень его устойчивости не может быть предсказан на основании данных идентификации или вероятной таксономической принадлежности микроорганизма. Важной задачей является выявление приобретенной резистентности к АБП у природно-чувствительных к ним микроорганизмов. S. Typhi, как и сальмонеллы других сероваров, обладает природной чувствительностью к широкому спектру АБП. Но т.к. в последние годы отмечается распространение штаммов S. Typhi, резистентных к большинству традиционных антибактериальных препаратов, применявшихся ранее для лечения брюшного тифа, у всех выделенных культур S. Typhi необходимо в обязательном порядке определять чувствительность к АБП.
_______________

* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать МУК 4.2.1890-04, здесь и далее по тексту. — Примечание изготовителя базы данных.

Рекомендуемый перечень АБП, подлежащих исследованию при изучении чувствительности штаммов возбудителей брюшного тифа и паратифов (МУК 4.12.1890-04):

ампициллин;

цефалоспорин третьего поколения (цефотаксим и/или цефтазидим);

налидиксовая кислота*;

триметоприм-сульфаметоксазол (ко-тримоксазол);

хлорамфеникол**;

тетрациклин**.
________________
* В случае устойчивости к налидиксовой кислоте необходимо определить чувствительность к ципрофлоксацину, т.к. у штамма высока вероятность пониженной чувствительности к этому препарату. Действующие в нашей стране МУК 4.12.1890-04 рекомендуют включить в набор для тестирования Enterobacteriaceae из группы хинолонов только препараты, относящиеся к фторированным хинолонам (норфлоксацин, ципрофлоксацин или офлоксацин). В то же время, убедительно доказано, что устойчивость к этой группе антимикробных препаратов развивается ступенчато и затрагивает в первую очередь налидиксовую кислоту. Как правило, штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте, характеризуются сниженной чувствительностью к фторхинолонам, хотя при тестировании их в лаборатории они рассматриваются как чувствительные к фторированным хинолонам согласно действующим критериям оценки (МПК 1 мг/л). В связи с этим целесообразно включить налидиксовую кислоту в перечень препаратов, обязательных для тестирования возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С. Так как диско-диффузионный метод не позволяет уловить низкие уровни устойчивости к ципрофлоксацину, у штаммов, резистентных к налидиксовой кислоте, необходимо определять МПК ципрофлоксацина или других фторхинолонов методом серийных разведений.

** В перечень препаратов для определения чувствительности включены хлорамфеникол и тетрациклин; эти препараты не применяются в настоящее время для лечения, но результаты определения чувствительности к ним могут иметь определенное значение для эпидемиологического мониторинга. При проведении эпидемиологического надзора за антимикробной резистентностью, а также с целью проведения дополнительного типирования штаммов (внутри серовара) перечень исследуемых АБП может быть расширен.

Определение чувствительности штаммов S. Турhi, S. Paratyphi А, В и С к АБП следует проводить в строгом соответствии с МУК 4.12.1890-04 диско-диффузионным методом или методом серийных разведений с обязательным контролем качества проводимого исследования (с использованием контрольных референтных штаммов). Интерпретация результатов изучения штаммов представлена в табл.7.

Критерии интерпретации результатов определения чувствительности штаммов Enterobacteriaceae (в том числе S. Typhi, S. Paratyphi А, В и С) и пограничные значения диаметров зон подавления роста (мм) и МПК (мг/л) (МУК 4.12.1890-04)

Диаметр зон подавления роста и значения МПК

источник