Правила забора крови при брюшном тифе

Кровь для посева следует брать, соблюдая правила асептики, для того, чтобы избежать попадания микроорганизмов из внешней среды.

1. Посев необходимо проводить во время подъема температуры, в начале появления лихорадки.

2. Кровь для посева следует брать до начала специфического антибактериального химиотерапевтического лечения, или, по крайней мере, через 12 – 24 часа после последнего введения препарата больному (в зависимости от скорости выведения примененного препарата из организма). Следует учитывать также стадию заболевания с тем, чтобы взять кровь для посева в то время, когда предполагается бактериемия (например, при брюшном тифе в первые 10 – 15 дней от начала заболевания).

3. Для результативного бактериологического исследования необходимо сеять достаточные количества крови (не менее 10 мл у взрослых и 5 мл у детей) в большое количество жидких питательные сред. Это делается для того, чтобы путем разведения крови (1:10 – 1:60) преодолеть естественные бактерицидные свойства крови. Для нейтрализации антибактериальных факторов крови, включая комплемент, рекомендуется, по возможности, применять полианатол-сульфонат натрия 0,025 – 0,03%.

4. Для взятия крови необходимо пользоваться стерильным одноразовым шприцем.

5. Кровь на посев берут у постели больного или в перевязочной стерильным шприцем или системой для взятия крови одноразового пользования с соблюдением всех правил асептики и засевают тут же у постели больного. Взятие крови и ее посев осуществляют, как правило, два человека. Пока один человек обрабатывает кожу больного над пунктируемой веной, пунктирует вену и берет кровь, другой – над пламенем спиртовки открывает пробки флаконов, подставляет флаконы со средой под струю крови из шприца или системы, обжигает горлышки и пробки флаконов и закрывает их.

Кожу над пунктируемой веной обрабатывают 70% спиртом, затем 5% настойкой йода, затем снова спиртом. При наличии у больного постоянного подключичного катетера или капельницы в вене можно воспользоваться ими для получения крови. Некоторому количеству крови дают свободно стечь в пробирку (эту кровь можно использовать в шприц для биохимических анализов), затем набирают кровь в шприц для посева. Для полноценного бактериологического анализа нужно получить 12 – 20 мл крови, которую тут же засевают на набор питательных сред. Для получения «толстой капли» одну каплю крови из шприца или системы помещают на предметное стекло и подсушивают ее на воздухе, фиксируют метиловым спиртом или смесью Никифорова (спирт – эфир). Приготовленные мазки окрашивают спиртово-водным раствором метиленового синего (96% этилового спирта – 10 мл, метиленового синего – 1 г, дистиллированной воды – 100 мл) или по Романовскому – Гимза. Врач-бактериолог должен следить за соблюдением правил асептики на всех этапах взятия и посева крови. Если возникает подозрение, что в какой-то момент в посев крови могли попасть микроорганизмы из внешней среды (с кожи больного, с рук персонала, из воздуха и т. п.) и нет возможности повторить посев, следует сделать специальную пометку на соответствующем флаконе, чтобы соответственно оценить результаты посева.

Не нашли то, что искали? Воспользуйтесь поиском:

Лучшие изречения: Как то на паре, один преподаватель сказал, когда лекция заканчивалась — это был конец пары: «Что-то тут концом пахнет». 8212 — | 7884 — или читать все.

источник

Брюшной тиф развивается при попадании в организм бактерии сальмонеллы. Ею можно занести в кишечник через немытые продукты питания, загрязненную воду, пренебрегая правилами гигиены (например, при одновременном использовании полотенец с лицом, которое является носителем бактерии).

Путь передачи инфекции фекально-оральный. Поскольку клиническая картина заболевания не имеет специфических симптомов, то для подтверждения диагноза необходимо провести анализ на брюшной тиф, который поможет определить присутствие в организме возбудителя.

Анализ крови на брюшной тиф может сдаваться в двух случаях:

при проявлении клиники характерной для кишечной инфекции;
для предотвращения эпидемий (является обязательным анализом при продлении санитарной книжки).

Если пациент обратился к доктору с жалобой на проблемы с пищеварением и гипертермией, то врач, основываясь на проявлениях болезни, сделает предположение о развитии кишечной инфекции. На присутствие брюшного тифа указывают следующие жалобы пациента:

боль в животе;
признаки отравления (тошнота, рвота, слабость, потеря аппетита, гипертермия);
проблемы со стулом (запор, несколько реже диарея);
обезвоживание (сильная жажда, язык покрыт белым налетом, шелушение кожи);
возможно образование розеол (сыпь на коже появляется через неделю после инфицирования. При нажатии на нее исчезает, а затем вновь появляется. Количество высыпаний от 4 до 25 элементов).

Брюшной тиф, как правило, протекает следующим образом. Острое начало течения болезни в 30% случаев. Симптомы отравления, ухудшение сна, боль в голове, слабость усиливаются постепенно. Температура тела увеличивается на протяжении нескольких дней и достигает фебрильных значений. Появляется заторможенность реакций, живот вздут, появляется метеоризм, урчание.

Возбудитель тифа в пресном водоеме может оставаться жизнеспособным до месяца, а в сельскохозяйственной продукции до 10 дней, в молочных продуктах он размножается и накапливается. Комнатная муха также способна перенести бактерию на продукты питания.

Первые признаки заболевания проявляются на 7–23 сутки после заражения, поэтому установить точно источник крайне сложно. Брюшной тиф нужно дифференцировать от туберкулёза, бруцеллеза, сыпного тифа, холеры, чумы и прочих болезней, при которых у пациента возникает лихорадка и интоксикация.

Для подтверждения брюшного тифа назначаются лабораторные исследования, которые нужно провести еще до начала антибиотикотерапии (прием антибактериальных лекарств может сказаться на правильности диагностики).

Для обследования могут брать кровь, кал, мочу, желчь, спинномозговую жидкость (при подозрении на осложнение). В зависимости от стадии болезни и симптоматики могут назначать следующие анализы на брюшной тиф.

При нем изучается плазма крови. Необходимо для обнаружения специфических антител, вырабатываемых иммунитетом человека. Анализ может проводиться только спустя 4–5 суток после заражения брюшным тифом, поскольку ранее организм не синтезирует антитела.

Назначается для определения количественной характеристики всех клеток крови. При заражении брюшным тифом изменяются нормальные показатели крови.

Возникает лейкопения (количество лейкоцитов понижается), анэозинофилия (отсутствуют эозинофилы), повышается количество лимфоцитов, что указывает на присутствие в крови инфекции.

Также во время брюшного тифа увеличивается уровень нейтрофилов, лейкоцитов, синтезируемых организмом во время воспаления, понижается количество тромбоцитов, которые ответственны за свертываемость крови.

Развернутый анализ крови проводится обязательно при поступлении на стационарное лечение и во время терапии, чтоб проследить динамику. Для исследования берут анализ крови из вены или из пальца.

Обнаруживает белки острой фазы, проводить ее нужно еще до приема антибиотика. Для теста требуется 5–10 мл крови из вены, результаты исследования можно узнать в течение суток.

Во взятом образце крови мало бактерий, поэтому ее переносят в питательную среду (мясопептонный бульон) и ставят в термостатический аппарат. Микроорганизм в благоприятных условиях начнет образовывать многочисленную колонию, которая будет пригодна для исследования.

После используют химические реагенты и устанавливают вид бактерии. Подобный тест проводится всем пациентом с гипертермией, а также при проверке на брюшной тиф. Результаты можно получить на 4-5 день после проведения анализа, предварительный ответ будет дан через 2 суток. Бак посев наиболее точная лабораторная диагностика брюшного тифа.

Для обнаружения человека, который является переносчиком тифозной палочки, а также для контроля действия вакцинации против брюшного тифа применяется РНГА (реакции непрямой гемагглютинации) или пассивной гемагглютинации (РПГА). Этот метод помогает обнаружить антигены и антитела при помощи красных кровяных клеток, которые выпадают в осадок при контакте с антигеном.

Эритроциты, на которых адсорбированы антигены, склеиваются при контакте с антителом. При иммунологическом исследовании определяется уровень этих антител. У человека, болеющего брюшным тифом, он может быть на уровне 1:40, а у победившего инфекцию 1:2000, поэтому диагностика проводится с интервалом в 5 дней, чтоб следить за динамикой.

Данный анализ назначается редко, так как тифозная палочка выходит из организма только через 8–10 дней после заражения. Этот способ применяется для выявления людей, которые являются носителями инфекции, но сами не болеют.

Тифозная бактерия обнаруживается в урине только спустя 1–1,5 неделю после инфицирования. Анализ мочи может указать на такие косвенные доказательства брюшного тифа, как лейкоцитоз (на начальном этапе болезни количество белых кровяных клеток повышается, а в течение 7 дней резко падает), лейкопению, повышенное СОЭ, анэозинофилию, относительный лимфоцитоз.

Перед сбором мочи пациент должен провести гигиену наружных половых органов, затем собрать материал для анализа в стерильную баночку. Для диагностики будет достаточно 40–50 мл мочи. Для обследования на инфекцию используют осадок, который переносят на плотную питательную среду.

Возможность обнаружения возбудителя брюшного тифа микробиологическими методами напрямую связана с количеством бактерий в биологической жидкости и применением антибактериальной терапии. Через неделю после заражения сальмонеллой S. Typhi серологические агглютинационные тесты (РПГА на брюшной тиф) дают положительный ответ.

Серологические тесты менее специфичны, чем бактериологические методы, так как положительный ответ может свидетельствовать о перенесенной инфекции, вызванной другим видом сальмонелл. Дополнительное исследование через пять дней помогает следить за ростом титр, который характерен для острой инфекции.

Анализ крови на брюшной тиф должны сдавать не только пациенты с характерными признаками заболевания, но и те, кто при работе сталкивается с большим количеством людей или продуктами питания. Делается это с целью профилактики распространения брюшного тифа, поскольку заразившийся человек способен длительное время быть разносчиком инфекции.

Наибольшее количество бактерий больной выделяет с фекалиями в период с первой до пятой недели заболевания, а с мочой в течение 2–4 недель. Каждый десятый перенесший инфекцию выделяет тифозную палочку во внешнюю среду на протяжении 3 месяцев, а 3–5% от всего количества больных тифом являются хроническими носителями инфекции, распространяя палочку в течение нескольких лет.

При прохождении и продлении санкнижки анализ на брюшной тиф является обязательным. Многие не знают, откуда кровь берут для проверки. Для проведения диагностики у пациента осуществляется забор венозной крови из области сгиба локтя.

Исследование проводится инвитро, что в дословном переводе означает «в пробирке». Сколько времени делается тест зависит от загруженности лаборатории, как минимум результат будет готов через два дня. Как правильно сдавать анализ на брюшной тиф уточнит доктор, выписывающий направление.

Если уточнений нет, то следует придерживаться следующих рекомендаций:

сдавать нужно кровь натощак;
за день до проведения нельзя есть слишком острую, соленую, жирную или копченую пищу;
необходимо исключить прием слабых и крепких алкогольных напитков, медикаментов как минимум за три дня до сдачи крови;
питьевой режим менять не требуется, но от кофе все же лучше отказаться;
за час до анализа не разрешается курить.

Если антитела к брюшному тифу не обнаружены, то это подтверждение того, что человек не является разносчиком инфекции. Если же присутствуют симптомы заболевания, а тест не показал наличие специфического белка, то, возможно, что иммунный ответ еще не сформирован, так как патология на ранней стадии.

Ложноположительный результат анализа возможен если в организме присутствует бактерия из рода сальмонелл, но вызывает другое заболевание, то есть микроорганизм есть и иммунитет реагирует выработкой антител. Какие анализы сдать при предполагаемом брюшном тифе или при проверке на бактерионосительство, а также где лучше сдать биологический материал, укажет врач.

Если брюшной тиф протекает в острой форме, то больной будет госпитализирован в инфекционную больницу. Пациенту назначаются антибиотики, диета и постельный режим. Избегать рекомендуется любого перенапряжения, даже при посещении уборной. Брюшной тиф, при отсутствии адекватного лечения, может привести к токсическому шоку, перфорации слизистой кишечника. Терапия длится от 2 до 4 недель.

источник

Производится при тифо-паратифозных заболеваниях, сепсисе, менингококковой инфекции или других инфекциях, сопровождающихся лихорадкой, причем на протяжении всего лихорадочного периода болезни, но лучше в начальном периоде или в разгаре болезни (при выраженной бактериемии). Для исследования берут кровь из вены локтевого сгиба, у маленьких детей кровь берут в меньшем количестве из мочки уха, пятки, пальца. Пробы крови отбирают после тщательной обработки кожи с соблюдением правил асептики, одноразовым стерильным шприцем. Посев на питательные среды стерильного материала (кровь или другие, содержащие микробов жидкости у здоровых лиц) также лучше делать у постели больного, либо помещать в стерильную посуду, содержащую вещества, препятствующие свертыванию крови 0,3% раствора цитрата натрия, 0,1% раствор оксалата натрия). Обычно берут 5-10мл крови и засевают во флакон, содержащий 50-100 мл среды. Для этого используют для флакона с питательной средой (один для аэробов, другой для анаэробов). Посев крови производится на жидкие питательные среды – 10% желчный бульон, 1% сахарный бульон, двухфазную среду, а также жидкие и полужидкие среды для культивирования анаэробов в разведении 1:10. Флаконы с питательной средой получают в лаборатории, переливание крови из шприца во флакон необходимо производить над пламенем спиртовки, предварительно сняв иглу. Флакон с посевом направляется в лабораторию, а в вечернее и ночное время помещают в термостат. Студенту важно помнить, что тем раньше от начала заболевания производится посев. Тем больше шансов получить положительный результат. И, наоборот, чем позже взята кровь, тем меньшее количество возбудителя в ней находится и положительные результаты получаются реже. А при нормальной температуре – совсем редко. Следует знать, что для повышения числа положительных результатов гемокультуры рекомендуется, при отсутствии противопоказаний, за 15-20 минут для взятия крови ввести подкожно 1мл 0,1% раствора адреналина, что способствует сокращению селезенки и выходу в кровяное русло возбудителей (например, при тифозно-паратифозных заболеваниях) Предварительный результат посева при тифо-паратифозных заболеваниях получают через 2-3 дня, а окончательный – через 7-10 дней. Следует помнить, что увеличение кратности посевов крови (три дня подряд на подъеме температуры) значительно повышают частоту выделения микробов из крови. У леченных больных кровь для посева следует брать 5-6 раз.

Люмбальную пункцию проводит врач.

Медицинская сестра осуществляет: — подготовку инструментов; — подготовку больного; — помощь врачу при проведении манипуляции; — обеспечение правильного ухода за больным после проведения пункции.

Цель проведения люмбальной пункции – лечебная и диагностическая.

Оснащение. Стерильные ватные шарики, пинцет, 3% спиртовой раствор йода (йодинола), шприц 2,0 мл или 5,0 мл, две иглы, 0,5% раствор новокаина, игла для спинномозговой пункции с мандреном, стерильные пробирки, спирт, стерильные салфетки, лейкопластырь, стерильные резиновые перчатки, бланки направлений в клиническую и бактериологическую лабораторию.

1. Больного поместить в положение сидя, нагнувшись вперед, или лежа на боку с приведенными к животу коленями.

2. Обеззаразить руки, одеть стерильные резиновые перчатки.

3. Место пункции (точка между четвертым и пятым поясничными позвонками) и близлежащую площадь обработать спиртовым раствором йода (йодинолом).

4. Провести анестезию кожи новокаином.

5. Провести люмбальную пункцию: иглу с мандреном ввести в точку между остистыми отростками четвертого и пятого поясничных позвонков.

6. Снять мандрен (из иглы струйно или капельно должна вытекать жидкость) и подставить стерильную пробирку. Собрать необходимое количество жидкости на исследование.

7. Вставить в иглу мандрен и осторожно извлечь иглу.

8. Обработать место прокола и наложить стерильную повязку.

Примечание: — транспортировка больного в палату осуществляется в горизонтальном положении, лежа на животе, на каталке; — первые 2-3 часа больной должен лежать на животе без подушки; — строгий постельный режим обязателен в течение суток.

источник

Волгоградский государственный медицинский университет

Кафедра детских инфекционных болезней

ОСНОВНЫЕ ПРАКТИЧЕСКИЕ НАВЫКИ

· Материал берется врачом при первом обращении больного в стационар или поликлинику до начала лечения антибиотиками.

· Забор материала производится разными для зева, носа, глаза и т. д. тампонами.

· Мазок берется натощак, до туалета ротовой полости или через 3 часа после еды.

· Взятие производят стерильным ватно-марлевым тампоном, под контролем глаза, обязательно со шпателем. Слизь берется с миндалин, дужек, язычка, задней стенки глотки, не задевая языка, слизистой щек и зубов.

· Корень языка отдавливается книзу и кпереди шпателем (левой рукой), а правой рукой осторожно вводят в ротовую полость тампон и снимают слизь. При наличии пленок слизь берется на границе здоровой и пораженной ткани.

· При взятии слизи из носа, необходимо предварительно очистить носовые ходы (предлагают больному высморкаться), маленьким детям сухим ватным фитилем удаляют корки. Тампон вводят в каждую ноздрю, плотно прикасаясь всеми его сторонами к стенке и перегородке носа.

· Материал доставляется в лабораторию не позднее 3-4 часов от момента забора.

Контрольное бактериологическое исследование на токсигенные коринебактерии проводится через 3 дня после отмены антибиотиков, двукратно с интервалом в 1 день.

Правила забора материала для бактериологического исследования на менингококк

1. При менингококковой инфекции исследованию подлежит носоглоточная слизь (берется мазок из глотки и носовых ходов).

2. Материал из глотки берется с помощью стерильного тампона, укрепленного на алюминиевой проволоке, изогнутой под углом 1350.

3. Материал забирается натощак или через 3-4 часа после еды, при этом язык обязательно фиксируется шпателем.

4. Тампон осторожно вводят в ротовую полость, проводят за небную занавеску (не касаясь при этом щек, зубов, языка) и снимают слизь с задней поверхности глотки под контролем глаза.

5. При взятии слизи из носа, необходимо предварительно очистить носовые ходы (предлагают больному высморкаться), маленьким детям сухим ватным фитилем удаляют корки. Тампон вводят в каждую ноздрю, плотно прикасаясь всеми его сторонами к стенке и перегородке носа.

Взятые мазки немедленно высевают на соответствующие плотные питательные среды, а также наносят на предметное стекло, обводят стеклографом, подсушивают и направляют в лабораторию для микроскопического исследования.

1. Обнаружение паразитов в мазке крови является основным методом диагностики малярии. Мазки используют в случаях, когда видовую принадлежность плазмодиев, найденных в толстой капле, установить не удалось.

2. Лучше всего производить забор крови во время лихорадки или сразу же после озноба, до начала этиотропной терапии.

3. Предметные стекла, на которых будут готовить препарат, должны быть хорошо вымыты и обезжирены.

4. Кровь берут с соблюдением правил асептики. Первую выступившую каплю крови вытирают сухой ватой, затем палец поворачивают проколом вниз и ко второй капле прикасаются предметным стеклом.

5. При приготовлении мазка капля крови должна быть 2-3 мм., шлифованное стекло ставят перед каплей под углом 450º и продвигают вперед до соприкосновения с ней. Когда кровь растечется между обоими стеклами, плавным и быстрым движением делают мазок.

6. Для приготовления толстой капли на стекло наносят каплю крови диаметром около 5 мм. Её размазывают иглой или углом предметного стекла в диск диаметром 10-15 мм. Толщина полученной капли должна быть такой, чтобы через нее можно было читать газетный шрифт. Обычно на одно стекло наносят 2-3 капли на некотором расстоянии одна от другой. Взятые капли должны быть отмечены на обратной стороне стекла восковым карандашом — ФИО больного или регистрационный номер.

7. Возможно нанесение толстой капли на влажный мазок крови. В данном случае капля самостоятельно растекается в правильный диск. Маркировка препарата делается простым карандашом. При приготовлении толстой капли данным способом, удается хорошо сохранить в мазке пораженные эритроциты, что весьма важно для уточнения вида паразитемии, препарат удерживается на стекле более прочно, чем при непосредственном нанесении на стекло.

8. Приготовленные препараты высушивают при комнатной температуре не менее 2-3 часов и окрашивают по Романовскому-Гимзе.

Методика проведения спиномозговой пункции.

1. Пункцию проводят натощак в процедурном кабинете или операционной.

2. Ребенка укладывают на бок, сгибают голову кпереди, бедра приводят к животу, выгибая спину кзади, и фиксируют в таком положении.

3. Место прокола обтирают 95% спиртом.

4. Прокол производят между II-III или III-IV поясничными позвонками (место прокола определяют по линии, соединяющей гребни подвздошных костей).

5. Для пункции используют специальные иглы с коротким срезом обязательно с мандреном.

6. Игла вводится строго сагиттально по средней линии с легким наклоном в сторону головы. Игла вводится медленно, преодолевая сначала кожу, потом межпозвоночные связки, твердую мозговую оболочку, после чего как бы проваливается в спиномозговой канал.

7. Количество спиномозговой жидкости примерно составляет 1 мл на год жизни ребенка, но не более 5-6 мл.

8. После забора жидкости иглу извлекают, место прокола зажимают стерильным тампоном и заклеивают лейкопластырем. Ребенок должен лежать на животе, без подушки. Строгий постельный режим должен соблюдаться не менее суток.

Методика забора материала при коклюше методом

1. Ребенка фиксируют на руках так же, как и при заборе мазков из зева.

2. Врач шпателем нажимает левой рукой на корень языка и слегка раздражает заднюю стенку глотки, при этом в правой руке он держит открытую подогретую и подсушенную чашку Петри со средой Борде-Жангу.

3. При появлении кашлевых толчков из трахеи и бронхов отходит мокрота, которую собирают в открытую чашку Петри, поднеся ее на расстояние 10-15 см ко рту ребенка.

Правила забора материала для бактериологического исследования на кишечную группу бактерий.

1. Забор материала осуществляют до начала лечения этиотропными средствами. Посев производят немедленно после забора, непосредственно у постели больного. Если собранный материал нельзя направить в лабораторию, его помещают в консервант, хранят в холодильнике при температуре +40С.

2. Забор испражнений (2-3г) производят стерильным деревянным шпателем или стеклянной палочкой из судна, горшка, специального лотка или пеленки. В судне или горшке не должно оставаться следов дезинфицирующих средств, для чего их необходимо тщательно промыть горячей водой. При отсутствии стула возможен забор материала непосредственно из прямой кишки с помощью ватных тампонов, металлических петель или через трубку ректоскопа.

3. Для посева нужно стремиться взять слизь, гной, фибринные пленки, избегая примеси крови в связи с ее бактерицидными свойствами

Правила забора материала для бактериологического исследования при брюшном тифе.

Материалом при исследовании на брюшной тиф служат кровь, испражнения, моча, желчь, соскобы с розеол, в редких случаях — пунктат костного мозга.

· Выделение сальмонелл из крови (гемокультура) является наиболее ранним и достоверным методом диагностики. Кровь для исследования берут при повышенной температуре в любой день болезни (обычно в первые 10 дней). Чем раньше от начала заболевания произведен посев, тем достовернее результат. Кровь берут из вены, желательно до начала антибактериальной терапии, в количестве 10 мл на первой неделе, и 15-20 мл в более поздние сроки, у постели больного засевают на питательную среду в соотношении 1:10 (при меньшем объеме питательной среды кровь оказывает бактерицидное действие на микроб-возбудитель).

· Посев кала (копрокультура) производят со второй недели заболевания. Стерильным деревянным шпателем или стеклянной палочкой берут 2-3 г испражнений из судна или горшка и помещают в стерильные банки. Для устранения дезинфицирующих средств судно или горшок следует тщательно промыть горячей водой. Посев производят прямым методом на чашки со средой Плоскирева или Левина.

· Посев мочи (уринокультура) производят непосредственно на среды, начиная со второй недели заболевания. В стерильную посуду собирают 20-30 мл мочи с соблюдением условий, исключающих попадания посторонней флоры.

· Посев из розеол (розеолокультура) осуществляют при появлении на коже розеолезной сыпи. Кожу над розеолой обрабатывают спиртом и скарифицируют. На место скарификации наносят каплю желчного или простого бульона, а затем с помощью пипетки переносят во флакон с 50 мл желчного бульона.

· Посев желчи (биликультура) производят не ранее 10 дня нормальной температуры. Желчь, полученную при помощи дуоденального зондирования, собирают в стерильные пробирки. Производят посев всех порций дуоденального содержимого (А, В, С) по 0,5 мл на чашки Петри с дифференциальными средами, и 1-2 мл на среду обогащения (бульон).

Правила забора крови для серологических исследований

Сущность метода заключается в определении роста титра антител в сыворотке крови больного по отношению к известным антигенам.

1. Кровь берут дважды с интервалом в 7-10 дней, начиная с 3-5 дня заболевания.

2. Забор крови осуществляется «самотеком» – в локтевую вену вводят иглу широкого диаметра без шприца, кровь (3-5 мл) собирают в пробирку. При таком сборе эритроциты меньше травмируются и сыворотка реже бывает с явлениями гемолиза.

3. После отстаивания и центрифугирования с помощью пипетки сыворотку крови переносят в другую пробирку и хранят в холодильнике при +40С до постановки реакции.

4. Нарастание титра антител в 4 и более раза является подтверждением предполагаемого диагноза.

Правила введение гетерогенных сывороток по методу Безредки

Все гетерогенные сыворотки содержат остаточное количество чужеродного (лошадиного) белка, поэтому вводить сыворотку нужно дробно, определив предварительно чувствительность организма.

1. Внутрикожно в среднюю треть сгибательной поверхности предплечья вводят 0,1 мл разведенной в 1:100 сыворотки (ампулы прилагается к каждой упаковке). Результат оценивается через 20-30 минут. Проба считается отрицательной, если диаметр папулы и гиперемии не превышает 9 мм и нет общей реакции организма (сыпи, повышения температуры и т. д.).

2. При отрицательной внутрикожной пробе вводят подкожно (в наружную поверхность плеча) 0,1 мл не разведенной сыворотки. Результат учитывают через 40 минут. Если в месте введения диаметр папулы или гиперемии не превышает 9 мм, проба считается отрицательной.

3. Вводят всю лечебную дозу сыворотки внутримышечно (в переднюю поверхность бедра или наружный квадрант ягодичной мышцы).

1. Катетеризацию проводят мягким одноразовым катетером с соблюдением асептики.

2. Ребенка укладывают на спину и обмывают наружные половые органы марлевым тампоном, смоченным раствором фурациллина (1:5000). Конец катетера смачивают стерильным вазелином.

3. У мальчиков средним и безымянным пальцами левой руки обхватывают половой член ниже головки, а большим и указательным фиксируют её и слегка натягивают уретру по средней линии. Девочкам указательным и большим пальцами раздвигают большие половые губы и дезинфицирующим раствором обрабатывают наружное отверстие уретры.

4. Катетер вводят стерильным пинцетом в наружное отверстие уретры и проталкивают его внутрь до мочевого пузыря. О попадании катера в пузырь свидетельствует появление мочи.

1. Грудного ребенка укладывают на спину с приподнятыми вверх ногами.

2. Прокипяченный резиновый баллон с кипяченой водой (28-300С) осторожно вводят в задний проход на глубину 3-5 см. Предварительно его наконечник смазываю вазелином маслом.

3. Медленно вводят в прямую кишку воду. Количество воды для новорожденного 25-30 мл, грудного ребенка – 60-150 мл.

4. После введения жидкости ягодицы ребенка сжимают рукой, а другой осторожно извлекают наконечник чтобы не допустить вытекания воды до усиления перистальтики кишечника.

Методика проведения очистительной клизмы ребенку старшего возраста

1. Для очистительных клизм детям старшего возраста используют кружку Эсмарха.

2. Ребенка укладывают на левый бок с подогнутыми ногами. Заполняют кружку кипяченой водой (20-220С) и вешают на штатив, чтобы она находилась на 50-75 см выше уложенного ребенка.

3. Резиновый наконечник смазывают вазелином и, разведя ягодицы, вводят на глубину 5-10 см.

4. Скорость поступления жидкости и ее объем регулируют с помощью крана, размещенного на резиновой трубке.

5. Детям 2-5 лет вводят 150-200 мл, более старшего возраста – 200-500 мл.

6. После введения жидкости больной должен полежать 8-10 мин, пока не усилится перистальтика.

Промывание желудка производится с лечебной и диагностической целью для удаления из него недоброкачественной пищи, ядов, слизи. При этом используется принцип сифона.

1. Больной садится на стул, плотно прислонившись к его спинке, слегка наклонив голову вперед. Между ногами больного ставится таз или ведро, куда будут собираться промывные воды.

2. Введение зонда может вызвать тошноту или рвоту. Больного предупреждают об этом и предлагают делать частые глотательные движения и глубоко дышать через нос.

3. После введения зонда в желудок к наружному концу трубки присоединяют воронку и наполняют ее жидкостью, затем воронку поднимают вверх. Когда жидкость опустится до нижней части конуса воронки, ее опускают до уровня головы ребенка.

4. Как только воронка заполнится содержимым желудка и промывной жидкостью, резиновую трубку пережимают пальцами ниже воронки и все сливают в таз. Это повторяют до тех пор, пока из желудка не будут поступать чистые промывные воды.

5. Собранные промывные воды собирают в стерильную посуду и отправляют в лабораторию для исследования.

источник

Диагностика брюшного тифа основывается на характерных особенностях клинической картины (особенно начала болезни), данных анамнеза (особенно эпидемиологического – контакты с больными, посещение инфекционно опасных регионов, где много бактерионосителей), результатах, полученных в ходе лабораторных исследователей.

Конечно при диагностике брюшного тифа применяется микробиологическая диагностика, при которой из крови и естественных выделений человека выделяется возбудитель. Именно методы микробиологической диагностики позволяют выявить болезнь на раннем этапе.

Используется также серологическая диагностика. Однако ее методы могут показать заболевание только начиная с 5-го – 8-го дня с начала болезни. Причем максимум возможностей достигает на 2-ой – 3-ей неделях болезни. То есть очевидно запаздывание с выставлением диагноза.

Отметим, что в практике серологической диагностики брюшного тифа широко применяется реакция Видаля, а также РПГА (реакция пассивной гемагглютинации). Эти варианты диагностики используются также для дифференциальной диагностики с целью отстройки от болезней со схожими симптомами (паратифы, сальмонеллез).

Брюшной тиф относится к типичным антропонозным кишечным инфекциям. Источником заболевания может являться только больной человек или здоровый носитель бактерий. Инфицирование происходит фекально-оральным (при употреблении загрязненной воды, термически необработанного молока, мяса и т.д.) и контактно-бытовым путем (как правило, это более характерно для детей).

Инкубационный период болезни составляет 3-14 дней (иногда он может удлиняться до 21-го дня). При пищевом пути заражения период инкубации значительно короче, чем при водном или контактно-бытовом заражении. Чем короче период инкубации инфекции, тем тяжелее течение брюшного тифа и острее начало заболевания.

Комплексная диагностика брюшного тифа основывается на анализе клинической симптоматики, данных эпидемического анамнеза и анализов. Важную роль в диагностике играет наличие в анамнезе:

контакта с больным брюшным тифом или лихорадящими пациентами;
поездок в эндемичные по брюшному тифу районов;
употребления сырого молока, термически необработанного мяса и фарша, немытых фруктов или овощей;
употребления молочных или мясных продуктов, приготовленных частными лицами в антисанитарных условиях (шаурма, чебуреки и т.д., приобретенные на стихийных рынках и в ларьках);
приема пищи в общепитах или кафе с низким уровнем санитарного контроля и т.д.

При обследовании больного, в первую очередь обращают на себя внимание:

его заторможенность, сонливость и адинамичность;
наличие лихорадки 39-40 градусов;
снижение артериального давления;
брадиаритмия, появление негрубого систолического шума;
вздутый, болезненный при пальпации живот с увеличенными мезентериальными лимфоузлами. Отмечается симптом Падалки – при пальпации и перкуссии правой подвздошной области выявляется сильное урчание и укорочение перкуторного звука.
жалобы на бессонницу, головные боли, сильную слабость, запоры;
желтизна кожи на стопах и подошвах;
трещины и язвы на губах, а также тифозный или «поджаренный» язык (сероватый налет в центре с ярко красным ободком по краям);
увеличение печени и селезенки с четвертого дня;
розеолезная сыпь с 8-х суток;
появление у пациента бреда, маний, психоза и галлюцинаций.

Первые два-три дня болезни в общем анализе крови отмечают умеренное увеличение лейкоцитов или незначительную лейкопению (снижение числа лейкоцитарных клеток). С четвертого-пятого дня болезни в анализах появляется ускорение скорости оседания эритроцитов и выраженная лейкопения.

Возможно развитие анэозинофилии, относительного лимфоцитоза, нейтропении (характерен палочкоядерный сдвиг). Также характерно снижение количества тромбоцитов (риск тяжелого кровотечения прямо пропорционален уровню тромбоцитопении).

Поражение почек проявляется развитием олигурии (уменьшение объема мочи) или анурии (отсутствие мочи). В анализах мочи отмечается появление:

протеинурии (белок в моче);
микрогематурии (эритроциты в моче);
цилиндрурии (цилиндры в моче).

При развитии кишечного кровотечения отмечается сильная тахикардия, резкая бледность кожи, падение артериального давления, снижение температуры тела, появление мелены (дегтеобразного стула с резким запахом).

Выделение гемокультуры брюшнотифозных сальмонелл возможно на протяжении всего лихорадочного периода, однако наиболее информативным анализ является на первой неделе заболевания.

В качестве дополнительного метода диагностики с десятого дня болезни проводится микробиологическая диагностика брюшного тифа с исследованием естественных выделений.

Анализ испражнений и мочи проводят со второй недели заболевания. Однако данные исследования обладают малой чувствительностью и позволяют выделить возбудителя только у 30-40 процентов больных.

По показаниям могут проводиться посевы на возбудителя соскобов (скарификата) с розеолезных высыпаний, спинномозговой жидкости и мокроты.

Для определения специфических антител с четвертого-пятого дня болезни может проводиться реакция Видаля с О- и Н- антигенами. О положительном результате свидетельствует титр 1:200, а также увеличение титра в динамике, при проведении повторного исследования.

На данный момент, реакция непрямой (пассивной) гемагглютинации (РНГА) практически вытеснила классическую реакцию Видаля. Это объясняется тем, что РНГА с О-, Н- и Vi- антигенами отличается больше чувствительностью и специфичностью (реакция Видаля может дать неспецифическую реакцию с другими бактериями, входящими в семейство энтеробактерий).

Серологическая диагностика посредством РНГА проводится на четвертый-пятый день болезни и в динамике – через десять – четырнадцать дней, с момента первого анализа. При этом, для острой инфекции показательны положительные титры с О-антигенами. Высокие титры Н-антигенов характерны для пациентов с иммунитетом против брюшного тифа, сформировавшимся в результате перенесенного заболевания или после проведения вакцинации.

Vi-антигены обнаруживают у хронических носителей сальмонелл.

В качестве дополнительных методов диагностики (контроль состояния больного и раннее выявление осложнений) проводят:

ультразвуковое исследование органов брюшной полости;
ЭКГ и Эхо-КГ;
рентгенографию ОГК (органы грудной клетки);
анализ кала на скрытую кровь;
контроль гематокрита;
биохимическое исследование крови, коагулограмму, электролиты крови и т.д.

При подозрении на перфорацию кишечника и кровотечение показана консультация хирурга.

Лечение брюшного тифа проводится в инфекционном стационаре. Длительность лечения составляет от 25 до 45 и более дней и зависит от тяжести инфекции. В течение всего периода лихорадки и на протяжении пяти-семи дней после снижения лихорадки, больному показан строжайший постельный режим. Далее, больному постепенно разрешают садиться в кровати. Ходить можно не ранее 22-го дня от начала заболевания.

Назначается диета №4А и №4. Из рациона больного полностью исключаются все продукты с большим содержанием грубой клетчатки, а также способствующие усилению кишечной моторики и газообразованию. Из рациона исключают черный хлеб, квашеную капусту, жирные молочные продукты, картофель, бобовые, цитрусы и т.д.

С пятого-шестого дня стабилизации температуры возможно расширение диеты. При кишечных кровотечениях назначают голод на сутки (через 12-ть часов после кровотечения можно поить прохладным чаем).

Медикаментозная терапия брюшного тифа проводится комплексно и включает в себя назначение противомикробных, дезинтоксикационных и антигистаминных препаратов.

Дополнительно проводится симптоматическое лечение, направленное на облегчение состояния больного, а также профилактику и лечение осложнений.

Противомикробная терапия назначается в виде длительного непрерывного курса. Антибиотики назначаются с учетом возраста, тяжести состояния больного и наличия осложнений.

Назначение азитромицина целесообразно при легком неосложненном течении болезни. При среднетяжелом и тяжелом брюшном тифе рекомендовано использовать:

цефалоспорины (препараты цефиксима, цефтриаксона, цефотаксима);
фторхинолоновые средства (препараты ципрофлоксацина, офлоксацина, пефлоксацина).

На фоне длительной антибактериальной терапии целесообразно применение флуконазола, с целью профилактики грибковых осложнений.

По показаниям может применяться брюшнотифозная вакцина. При наличии иммунодефицитных состояний, высокого риска осложнений, а также при тяжелом течении показана иммунотерапия. Рекомендовано использование пентоксила, тимогена, метацила.

Для нормализации температуры тела больного назначают нестероидные противовоспалительные средства (парацетамол, нимесулид).

Десенсибилизация пациента проводится препаратами хлоропирамина (Супрастин), мебгибролина (Диазолин) и т.д.

Дезинтоксикация проводится при помощи инфузии растворов натрия хлорида, глюкозы, реополиглюкина, Рингера и т.д.

При развитии судорожного синдрома назначают диазепам.

Дополнительно проводится антиоксидантнаяи витаминная терапия. Назначают рибоксин, аскорбиновую кислоту, витамины А и Е, витамины групп В, препараты цитохрома С, и т.д.

Из стационара больные выписываются не ранее двадцать первого дня от момента стабилизации температуры, а также при отрицательных бак.анализах кала и мочи (требуются 2-х кратные отрицательные тесты) и желчи (однократно).

Каждый месяц проводится исследование кала и мочи. В конце третьего месяца – желчи.

В дальнейшем они состоят на учете у санэпиднадзора еще два года. Хронические носители (положительная Vi- гемагглютинация) состоят на учете пожизненно.

источник

4.2. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Бактериологическая диагностика брюшного тифа и паратифов А, В и С

Дата введения: с момента утверждения

1. РАЗРАБОТАНЫ: ФГУН Санкт-Петербургский НИИЭМ им. Пастера Роспотребнадзора (Л.А.Кафтырева, З.Н.Матвеева, Г.Ф.Трифонова); ГОУВПО «Санкт-Петербургская государственная медицинская академия им. И.И.Мечникова» Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию (А.Г.Бойцов).

2. РЕКОМЕНДОВАНЫ К УТВЕРЖДЕНИЮ Лабораторным Советом Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (протокол от 24.12.07 N 11фц/5327).

3. УТВЕРЖДЕНЫ Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 29 декабря 2007 г. 0100/13745-07-34

4. ВВЕДЕНЫ В ДЕЙСТВИЕ с момента утверждения.

1.1. В методических рекомендациях изложены основные принципы и особенности бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С; содержатся современные сведения о биологических свойствах возбудителей, резистентности к антибактериальным препаратам, о питательных средах для их выделения и особенностях дифференциации возбудителей брюшного тифа и паратифов от других серологических вариантов сальмонелл.

1.2. Методические рекомендации предназначены для специалистов микробиологических лабораторий, проводящих соответствующие исследования.

АБП — антибактериальный препарат

ВСА — висмут-сульфит агар

ЛПУ — лечебно-профилактическое учреждение

МПК — минимальная подавляющая концентрация

П — промежуточный

У — устойчивый

Ч — чувствительный

РИФ — реакция иммунофлюоресценции

ЦНС — центральная нервная система

В таблицах:

«+» — положительная реакция в первые сутки;

«-» — отрицательная реакция на 4-20 сутки;

«(+)» — замедленная положительная реакция на 2-20 сутки;

d — различные ферментативные реакции.

Возможна дифференциация на ферментативные варианты.

3.1. Брюшной тиф и паратифы А, В и С являются антропонозными кишечными инфекциями, вызываемыми микроорганизмами Salmonella Typhi, Salmonella Paratyphi A, Salmonella Paratyphi В и Salmonella Paratyphi С. В настоящее время чаще регистрируется брюшной тиф, реже — паратиф В, редко — паратиф А и крайне редко — паратиф С.

3.2. Заболевания характеризуются язвенным поражением лимфатической системы тонкой кишки, бактериемией, лихорадкой, циклическим клиническим течением с выраженной интоксикацией, розеолезной сыпью на кожных покровах туловища, гепато- и спленомегалией. Более характерен запор, нежели диарея. Изъязвление пейеровых бляшек подвздошной кишки примерно в 1% случаев приводит к кишечному кровотечению и прободению кишечника с самыми неблагоприятными последствиями для больного.

3.3. Диагноз брюшного тифа и паратифов А, В и С ставится на основании клинических признаков болезни с учетом эпидемиологического анамнеза и данных комплексного лабораторного обследования, которое включает классические бактериологический и серологический методы. Бактериологическая диагностика имеет приоритетное значение, т.к. в этом случае удается получить наиболее полную информацию о биологических свойствах возбудителя, включая его чувствительность к антибактериальным препаратам.

3.4. Применение антимикробных препаратов для этиотропной терапии брюшного тифа и паратифов позволило, с одной стороны, снизить летальность с 10-20% до уровня менее 1%, а с другой стороны — осложнило лабораторную диагностику, т.к. нередко забор материала для лабораторного исследования осуществляется уже после начала антибиотикотерапии. Этот факт заставляет более тщательно подходить к вопросу выбора материала для исследования, взятия исследуемого материала, техники исследования.

3.5. Современной особенностью эпидемиологии брюшного тифа является резкое увеличение частоты завоза (заноса) инфекции с эндемичных по этому заболеванию территорий, стран ближнего и дальнего зарубежья, а также заражение жителей России при выезде в эти страны и в процессе миграции внутри страны. Другой особенностью является наличие обширного контингента высокого эпидемиологического риска в виде лиц без определенного места жительства, среди которых регистрируется высокая заболеваемость брюшным тифом.

3.6. Данные методические рекомендации составлены с целью унификации методов бактериологической диагностики брюшного тифа и паратифов А, В и С, а также правильной интерпретации результатов лабораторного исследования с учетом современных особенностей клиники, лечения и эпидемиологической обстановки на конкретных территориях.

Показанием к проведению бактериологического исследования биологического материала на наличие возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С является необходимость обследования:

4.1) больных с подозрением на тифопаратифозное заболевание, а также с лихорадкой неясной этиологии, продолжающейся 5 и более дней;

4.2) лиц, общавшихся с больными брюшным тифом и паратифами А, В, С;

4.3) работников отдельных профессий, производств и организаций при поступлении на работу и по эпидемиологическим показаниям;

4.4) лиц перед поступлением в стационары и специализированные санатории по клиническим и эпидемиологическим показаниям;

4.5) лиц при оформлении на стационарное лечение в больницы (отделения) психоневрологического (психосоматического) профиля, дома престарелых, интернаты для лиц с хроническими психическими заболеваниями и поражениями ЦНС, в другие типы закрытых учреждений с круглосуточным пребыванием;

4.6) больных брюшным тифом и паратифами после исчезновения клинических симптомов перенесенного заболевания перед выпиской из стационара;

4.7) лиц, переболевших брюшным тифом и паратифами, во время диспансерного наблюдения;

4.8) хронических бактерионосителей, выявленных среди работников отдельных профессий, производств и организаций, при повторном поступлении на работу на указанные предприятия и объекты;

4.9) секционного материала при подозрении на заболевание брюшным тифом и паратифами.

5.1. Стандартное испытательное и вспомогательное оборудование, средства измерения для микробиологических лабораторий.

5.2. Питательные среды, диагностические сыворотки и химические реагенты для культивирования, выделения, идентификации и определения чувствительности к антибактериальным препаратам возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С.

5.3. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

6.1. Принцип бактериологического метода основан на обнаружении живых микроорганизмов в различных биологических субстратах (кровь, моча, кал, желчь, костный мозг, розеолы) в зависимости от стадии заболевания. Для этого производят посев определенного количества биологического материала на специальные питательные среды с последующей инкубацией в термостате и идентификацией выросших колоний микроорганизмов, характерных для S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С, по культурально-ферментативным свойствам и антигенной характеристике.

6.2. Только бактериологическое исследование может обеспечить точную постановку этиологического диагноза и контроль освобождения организма от возбудителя. В отношении дифференциальной диагностики брюшного тифа и паратифов единственным методом является лабораторное исследование биологического материала с выделением возбудителя и идентификация его до уровня серологического варианта, т.к. клиническое течение инфекционного процесса не всегда позволяет различить эти нозологические формы.

7.1. Выделение возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С проводят по одной и той же схеме бактериологического исследования биоматериалов.

7.2. Порядок сбора материала для лабораторных исследований на тифо-паратифозные заболевания определен СП 3.1.1.2137-06.

7.3. Техника сбора и транспортирования биоматериалов в микробиологические лаборатории описана в МУ 4.2.2039-05.

7.4. Материалом для бактериологического исследования с целью диагностики брюшного тифа и паратифов являются:

кровь;

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

Возбудители могут быть также выделены из:

розеол;

костного мозга;

грудного молока.

Материалом для бактериологического исследования с целью выявления бактерионосителей, согласно СП 3.1.1.2137-06, являются:

испражнения;

моча;

желчь (дуоденальное содержимое).

7.5. Исследование секционного материала проводится с целью уточнения диагноза.

7.6. Сбор биологического материала для лабораторных исследований осуществляется до начала этиотропного лечения: медицинским работником, заподозрившим тифо-паратифозную инфекцию; при групповой и вспышечной заболеваемости — специалистами учреждений Роспотребнадзора и персоналом лечебно-профилактических учреждений. От госпитализируемых больных материал для бактериологического исследования забирается в приемном отделении стационара.

7.7. От лиц, общавшихся с больными или носителями (контактными), сбор материала проводится медицинскими работниками ЛПУ и других организаций и учреждений по месту выявления больных.

7.8. Биоматериал для лабораторного исследования сопровождают специальным направлением. Доставка материала самими обследуемыми не допускается. При невозможности своевременной доставки материала используют консерванты и транспортные среды (табл.1).

Показанием к исследованию крови является подозрение на тифо-паратифозные заболевания или лихорадочное состояние невыясненного происхождения (лихорадка неясного генеза), наблюдающееся в течение 5 и более дней (СП 3.1.1.2137-06).

Соотношение кровь — питательная среда должно быть 1:10-1:60. Количество независимо отбираемых проб крови и время их взятия определяется лечащим врачом согласно МУ 4.2.2039-05 при лихорадке неясного генеза или согласно МУ 04-723/3 МЗ СССР (1984) при подозрении на тифо-паратифозные заболевания. У больных, получающих антибактериальные препараты, пробы необходимо собирать непосредственно перед введением (приемом) следующей дозы препарата.

При наличии лихорадки оптимальным является взятие крови на фоне повышения температуры тела (но не на пике температуры!). Посев на питательные среды проводят непосредственно у постели больного.

При подозрении на тифо-паратифозные заболевания для посева крови можно использовать среду Рапопорт, 20%-й желчный бульон, мясопептонный бульон с добавлением 1%-й глюкозы (во флаконах по 100 мл). Ранее использовали посев крови в стерильную дистиллированную (водопроводную) воду. Однако предпочтительнее использовать специальные среды для посева крови.

Количество засеваемой крови в разгар лихорадки может составлять 10 мл, в более поздние сроки — до 20 мл (у детей — до 5 мл).

При лихорадке неясного генеза продолжительностью более 5 дней, как правило, должны исследоваться несколько проб крови. Взятие крови из вены проводят согласно МУ 4.2.2039-05. Это необходимо для дифференциации истинной бактериемии от случайной контаминации крови при венопункции (вероятность загрязнения пробы вследствие случайного прокола сальной или потовой железы составляет 3%). Для посева крови в этом случае используют две среды: 1) среду для аэробов и факультативных анаэробов и 2) среду для облигатных анаэробов (например, «двойная» среда + тиогликолевая среда согласно приказу МЗ СССР от 12.04.85 N 535) или универсальную среду для аэробов и анаэробов.

Предпочтительно использовать промышленно произведенные среды, разрешенные к применению в России.

Посевы инкубируют при 37 °С в течение 10 суток с ежедневным просмотром. При этом флаконы с «двойной» средой наклоняют, омывая плотную часть среды.

При отсутствии признаков роста на 10-й день выдается отрицательный ответ.

При наличии признаков роста (помутнение, покраснение среды Рапопорт, появление видимых колоний на плотной части «двойной» среды) проводят высев параллельно на полиуглеводную среду и плотную среду в чашках Петри (кровяной агар в случае лихорадки неясного генеза и среда Эндо при подозрении на тифо-паратифозные заболевания).

Прямой высев на полиуглеводные среды проводят для сокращения сроков исследования, исходя из предположения, что при посеве крови с высокой вероятностью будет наблюдаться рост монокультуры возбудителя. Для контроля этого предположения и выделения чистой культуры путем откола отдельных колоний необходим параллельный высев на среду Эндо или кровяной агар.

Если на этих средах наблюдается рост монокультуры, то можно учитывать биохимические свойства по полиуглеводной среде. Для контроля чистоты культуры необходимо провести микроскопию мазка с полиуглеводной среды, окрашенного по Граму. На этом этапе возможна также постановка реакции агглютинации на стекле с соответствующими агглютинирующими О- и Н-сальмонеллезными сыворотками и выдача предварительного ответа.

Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы представлена на рис.1.

Рис.1. Схема бактериологического исследования крови пациентов с подозрением на брюшной тиф и паратифы

Схема бактериологического исследования крови пациентов при лихорадке неясного генеза представлена на рис.2.

Рис.2. Схема бактериологического исследования крови пациентов с лихорадкой неясного генеза

Ход дальнейшей идентификации культуры по культурально-морфологическим, ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Транспортные среды и консерванты, наиболее часто используемые для транспортирования испражнений

всех кишечных патогенов, включая кампилобактерии

всех энтеробактерий, кроме иерсиний; предпочтительна для шигелл

всех энтеробактерий, включая кампилобактерии

Пробы испражнений, собранные непосредственно из прямой кишки с помощью ректального тампона, используют преимущественно для объективизации диагноза (МУ 4.2.2039-05). Взятие материала осуществляется средним медицинским персоналом. Как правило, специальный зонд для взятия мазка входит в состав транспортной системы. Важно отметить, что попадание транспортных сред на слизистую прямой кишки недопустимо! Поэтому ректальный тампон должен погружаться в транспортную среду только после взятия материала. Больного просят лечь на бок с притянутыми к животу бедрами и ладонями развести ягодицы. Зонд-тампон вводят в задний проход на глубину 4-5 см и, аккуратно вращая его вокруг оси, собирают материал с крипт ануса. Осторожно извлекают зонд-тампон и погружают его в транспортную среду. Транспортирование тампона без среды не допускается.

В лаборатории посев проб испражнений проводят непосредственно на плотные дифференциально-диагностические питательные среды и параллельно на среду обогащения.

Схема бактериологического исследования испражнений представлена на рис.3.

Рис.3. Схема бактериологического исследования испражнений

Из нативных испражнений готовят суспензию в 0,9%-м растворе хлорида натрия в соотношении 1:5-1:10, оставляют на 30 мин для оседания крупных частиц. После этого одну каплю надосадочной жидкости засевают на чашки с плотными питательными средами и 1 мл суспензии — в среду обогащения (соотношение материал-среда должно быть 1:5).

Испражнения, доставленные в лабораторию в консерванте (транспортной среде), перед посевом должны быть тщательно гомогенизированы в среде, после чего проводят прямой посев материала на плотные среды и среду обогащения в тех же соотношениях, что и нативные испражнения.

Пробы испражнений, собранные с помощью ректального тампона, исследуются аналогично испражнениям, доставленным в консерванте. Следует помнить, что ректальный тампон содержит меньшее количество микроорганизмов по сравнению с нативными испражнениями, поэтому посевная доза должна быть увеличена.

Максимальное выявление S. Typhi, S. Paratyphi A, S. Paratyphi В и S. Paratyphi С в испражнениях достигается при использовании сред обогащения, хотя у больных в остром периоде заболевания возбудитель достаточно часто выделяют и при прямом посеве. Посев на среды обогащения параллельно с прямым высевом обязателен!

Все посевы инкубируют при 37 °С на дифференциально-диагностических средах 18-24 ч, на висмут-сульфит агаре — 24-48 ч. Через 24 ч проводят высев со сред обогащения на плотные среды (висмут-сульфит агар или среду Эндо). Колонии, характерные для данных возбудителей, выросшие на плотных средах, отсевают на полиуглеводную среду.

Необходимо отметить, что техника распределения материала по поверхности чашки с плотными средами должна обеспечить рост изолированных колоний типичного вида, по которому можно визуально оценить культуральные свойства микроорганизма.

Для выделения S. Typhi предпочтительнее использовать висмут-сульфит агар (ВСА). Типичные колонии S. Typhi имеют черный цвет и окружены черным или коричневым ободком с металлическим блеском. Однако при обильном росте S. Typhi часто не дает характерного почернения ВСА, поэтому чашки должны быть засеяны так, чтобы обеспечить рост отдельных колоний.

Пробы фекалий можно засевать на стандартные селективные среды для энтеробактерий, разрешенные к применению на территории Российской Федерации. Тем не менее, для выделения S. Турhi предпочтительнее всего использовать висмут-сульфит агар. Ход дальнейшей идентификации культур по ферментативным свойствам и серологической характеристике изложен далее в соответствующих разделах.

Посев мочи производят для диагностики с первых дней заболевания и вплоть до выписки больного, а также с целью выявления бактерионосительства. Так как при тифе и паратифах выделение возбудителя с мочой происходит периодически и кратковременно, исследования мочи необходимо проводить повторно с промежутками 5-7 дней.

Следует строго придерживаться общих правил сбора мочи, изложенных в МУ 4.2.2039-05. Вне зависимости от способа получения мочи, она должна быть доставлена в лабораторию в течение 2 ч. В крайнем случае допускается хранение мочи в течение ночи в холодильнике.

Следует помнить, что в зависимости от химического состава мочи бактерии в ней могут при хранении как отмирать, так и размножаться.

Увеличение срока сохранения материала может крайне затруднить интерпретацию результата.

Производят прямой посев мочи (или осадка после центрифугирования) без предварительного обогащения согласно приказу МЗ СССР N 535 на плотные дифференциально-диагностические среды, рекомендуемые для сальмонелл, в том числе возбудителей брюшного тифа и паратифов. Параллельно нативная моча засевается в среды обогащения двойной концентрации в соотношении 1:1 или осадок мочи — в среды обычной концентрации. Посевы помещают в термостат при 37 °С на 18-24 ч, а затем со среды обогащения производят высев на плотные дифференциально-диагностические среды. Колонии, выросшие на плотных средах, идентифицируют по культурально-ферментативным и серологическим свойствам.

Желчь собирают в три стерильные пробирки или стерильные одноразовые контейнеры раздельно по порциям А, В, С согласно МУ 4.2.2039-05 и доставляют в лабораторию.

Проводят исследование каждой порции (А, В, С) отдельно или готовят смесь из трех порций. Пробы засевают:

на плотные дифференциально-диагностические среды (ВСА, Эндо, ЭМС или др.) в количестве 0,5 мл;

в пробирку (флакон) с питательным бульоном в соотношении 1:10. Нет необходимости засевать желчь на среды обогащения, т.к. желчь сама является хорошей питательной средой для возбудителей брюшного тифа и паратифов.

Засеянные среды вместе с остатками желчи инкубируют при 37 °С.

Через 18-24 ч просматривают посевы на плотных питательных средах (результаты роста на ВСА учитывают через 24 и 48 ч) и делают пересев подозрительных колоний на полиуглеводную среду.

Из питательного бульона производят высевы на плотные дифференциально-диагностические среды.

Из оставшейся желчи в случае отрицательного результата прямого посева делают повторные высевы на плотные дифференциально-диагностические среды через 18-24 ч и на 3, 5, 7 и 10 сутки.

Проводят идентификацию выросших микроорганизмов по культурально-морфологическим, ферментативным и серологическим свойствам.

Бактериологическое исследование («соскоб» с розеол) проводят при наличии хорошо выраженных розеол. Материал собирают асептически. Для этого участок кожи над розеолами обрабатывают 70%-м этиловым спиртом, затем протирают ватным тампоном, смоченным стерильным 0,9%-м раствором хлористого натрия и осушают стерильным тампоном.

Материал для исследования (тканевую жидкость) получают путем скарификации кожи над розеолой с помощью скальпеля. На поврежденную кожу наносят 1-2 капли желчного бульона или изотонического раствора хлорида натрия, смешивают с выступившей тканевой жидкостью и собирают пастеровской пипеткой или аналогичным одноразовым стерильным устройством в пробирку с одной из жидких сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.). В лаборатории посев выдерживают при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды (Эндо, ЭМС, ВСА).

Дальнейшее исследование проводят, как при бактериологическом исследовании другого биологического материала.

Хорошо известно, что при лабораторном подтверждении диагноза «брюшной тиф» наиболее результативным является бактериологическое исследование костного мозга (высеваемость возбудителя составляет 90-95%). Даже у пациентов с легкими и стертыми формами брюшного тифа, трудными для клинического распознавания, а также на фоне приема антимикробных препаратов, высеваемость миелокультур значительно выше, чем гемокультур.

Однако на практике бактериологическое исследование костного мозга проводится очень редко, только по особым клиническим показаниям, при отсутствии других лабораторных данных, подтверждающих диагноз брюшной тиф или паратиф, т.к. эта инвазивная процедура достаточно травматична. Забор материала для исследования проводят только в условиях стационара при наличии соответствующего специалиста.

Материал для бактериологического исследования (аспират) в количестве 0,50-0,75 мл получают асептически, путем проведения пункции грудины (рукоятки или тела) и засевают в пробирку с одной из сред обогащения (желчный бульон, среда Рапопорт и др.).

Если аспират невозможно засеять в среду обогащения сразу после пункции, его собирают в стерильную пробирку и немедленно направляют в лабораторию, где производится посев в среду обогащения. В лаборатории посевы инкубируют при 37 °С 18-24 ч с последующим высевом на плотные дифференциально-диагностические среды.

Перечень питательных сред для выделения и идентификации возбудителей кишечных инфекций, в частности энтеробактерий, обширен и неуклонно расширяется. Выбор конкретных сред во многом обусловлен местными экономическими условиями и традициями. Тем не менее, при этом следует руководствоваться несколькими основными принципами.

14.1. В описании питательной среды должно быть указано, что она может быть использована не просто для выявления сальмонелл, а именно Salmonella Typhi и S. Paratyphi А, В и С.

14.2. Следует отдавать предпочтение сухим питательным средам известных производителей по сравнению со средами, непосредственно изготовляемыми в лаборатории.

14.3. Каждая партия питательной среды в лаборатории должна контролироваться с помощью тест-штаммов (внутренний контроль качества).

14.4. Для лабораторной диагностики тифо-паратифозных заболеваний и выявления бактерионосителей должны использоваться питательные среды и реагенты, разрешенные к применению на территории Российской Федерации в установленном порядке.

В настоящее время для изучения ферментативной активности микроорганизмов семейства Enterobacteriaceae, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов, разработаны, выпускаются и зарегистрированы различные диагностические тест-системы отечественного и зарубежного производства (от наиболее простых классических сред Гисса в пробирках и планшетах до автоматических анализаторов). Если тест-системы позволяют идентифицировать микроорганизм до уровня рода и выявлять особенности ферментативной активности штаммов, то они могут быть использованы для идентификации возбудителей брюшного тифа и паратифов. Методика работы с тест-системами подробно изложена в инструкциях по применению и их следует строго соблюдать.

Подвижные грамотрицательные палочки не образуют спор и капсул, факультативные анаэробы хорошо растут на обычных питательных средах.

На простом питательном агаре — слегка выпуклые с ровным краем и гладкой поверхностью, влажные с блеском колонии более 1 мм.

На дифференциально-диагностических средах (содержащих лактозу как дифференцирующее вещество) — прозрачные, бесцветные или голубоватые, а иногда розоватые или цвета среды колонии (среды Эндо, Плоскирева, ЭМС и другие аналогичные среды).

На SS-arape — колонии цвета среды с черным центром.

На висмут-сульфитной среде — изолированные колонии S. Typhi, S. Paratyphi В — черные с характерным металлическим блеском, среда под колонией прокрашена в черный цвет. Колонии S. Paratyphi A — зеленоватые, светлые в цвет среды, нежные.

Штаммы S. Paratyphi В (возбудитель паратифа В) на мясопептонном агаре могут образовывать по периферии колоний приподнятый слизистый вал. Слизистый вал развивается на 2-5 сутки при хранении посевов при комнатной температуре. Этот признак не является постоянным и диагностическим.

Изучение ферментативных свойств проводится в отношении набора углеводов, многоатомных спиртов, аминокислот и других органических соединений, применяемых при идентификации и изучении сальмонелл и других энтеробактерий. Как правило, в практических лабораториях используют небольшое количество тестов, позволяющих идентифицировать основные роды, входящие в семейство кишечных бактерий. Характеристика ферментативных свойств сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, представлена в табл.2.

Ферментативные свойства возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С

Ферментативные варианты S. Typhi

Штаммы S. Paratyphi A:

ферментируют глюкозу с образованием кислоты и газа, как и большинство представителей рода Salmonella;

не продуцируют сероводород. На полиуглеводных средах отсутствует потемнение и почернение среды. Это свойство отражается на цвете колоний, вырастающих на висмут-сульфит агаре;

не растут на среде Симмонса, т.к. являются ауксотрофами и не способны утилизировать цитрат как единственный источник углерода;

дают отрицательную реакцию на среде с лизином (-) и положительную реакцию с орнитином и аргинином (+);

не ферментируют ксилозу (-);

ферментируют арабинозу (+)

Штаммы S. Paratyphi В

Ферментативная активность возбудителя паратифа В характерна для большинства представителей рода Salmonella, вида enterica, подвида 1 (enterica), вызывающих сальмонеллезную инфекцию у людей. Однако этот серовар включает два биологических варианта с одинаковой антигенной структурой, но различающихся по способности ферментировать d-тартрат. До 2001 г. в схеме Кауфмана-Уайта они относились к разным сероварам и имели различные названия: серовар S. Paratyphi В, штаммы которого d-тартрат отрицательные и серовар S. Java, штаммы которого ферментируют d-тартрат. Определение способности ферментировать d-тартрат имеет важное эпидемиологическое значение, так как S. Java (d-тартрат положительные штаммы) обычно выделяют от животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции.

S. Paratyphi В (d-тартрат отрицательные), как правило, вызывают заболевания у людей и очень редко выделяются от животных. В 2001 г. серовар Java официально исключен из схемы Кауфмана-Уайта, и d-тартрат-положительные штаммы в современной схеме рассматриваются как биовар серовара S. Paratyphi В (табл.4).

Различные обозначения ферментативных вариантов S. Paratyphi В

Антигенная структура антигены

Серологический вариант по схеме Кауфмана-Уайта

Таким образом, в настоящее время серологический вариант S. Paratyphi В с антигенной структурой 1 , 4, [5], 12: b: 1,2 включает два биовара, различающихся по ферментации d-тартрата:

S. Paratyphi В d-тартрат и S. Paratyphi В d-тартрат .

Эти изменения в схеме Кауфмана-Уайта затрагивают только обозначения (названия) сальмонелл с одинаковой антигенной структурой и не касаются эпидемиологических особенностей заболеваний, вызываемых этими биологическими вариантами.

В повседневной практической работе можно сохранить старые названия этого серовара, однако знать об изменениях в схеме необходимо для того, чтобы правильно трактовать материалы зарубежной литературы. Прописи сред с d-тартратом представлены в МУ 04-723/3 МЗ СССР, 1984.

В случае выделения S. Paratyphi В от людей, объектов окружающей среды, животных или из продуктов животного происхождения, подозреваемых в качестве источника или фактора передачи инфекции, необходимо определять биовар по отношению к d-тартрату. Выполнение этой процедуры позволит избежать диагностических ошибок. Этот тест служит эпидемиологическим маркером штамма.

Штаммы S. Paratyphi С

Ферментативная характеристика штаммов S. Paratyphi С не имеет выраженных отличительных особенностей. Ферментативные реакции такие же, как и у других широко распространенных сероваров сальмонелл. На питательных средах штаммы S. Paratyphi С растут в виде характерных для сальмонелл колоний.

В то же время, следует помнить, что штаммы трех сероваров серологической группы С — S. Paratyphi С, S. Typhisuis и S. Choleraesuis — имеют практически одинаковую антигенную структуру и могут быть надежно дифференцированы по культуральным и ферментативным признакам, подтверждающим достоверность серологической идентификации возбудителя. На ВСА штаммы S. Typhisuis и S. Choleraesuis дают атипичные колонии: они образуют светло-зеленые колонии, видимые лишь к 48 ч инкубации (S. Choleraesuis — мелкие, S. Typhisuis — мельчайшие). Штаммы S. Typhisuis на среде Эндо растут в виде мелких колоний. Среда Плоскирева практически непригодна для выделения этого серовара, так как отмечается ингибирующий рост эффект: колонии мельчайшие, едва заметные невооруженным глазом, рост проявляется к 48 ч инкубации. В пределах серовара S. Choleraesuis известен вариант «kunzendorf», штаммы которого отличаются стойким отсутствием фазы 1 антигена Н («с») и ферментативными особенностями. Культуральные и ферментативные свойства этих сероваров необходимо знать и учитывать при идентификации, т.к. S. Typhisuis и S. Choleraesuis являются хозяин-адаптированными сальмонеллами для свиней. Характеристика ферментативных свойств этих сероваров представлена в табл.5.

Ферментативные свойства штаммов S. Paratyphi С, S. Typhisuis, S. Choleraesuis, S. Choleraesuis var. kunzendorf

Choleraesuis var. kunzendorf

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С сложная, как у других представителей рода сальмонелл. В практической работе микробиологов при идентификации серологического варианта сальмонелл во внимание принимаются три основных антигенных комплекса: О-, Н-, Vi-. Именно этот принцип положен в основу антигенной классификации сальмонелл в схеме Кауфмана-Уайта.

Возбудители брюшного тифа и паратифов относятся к разным серологическим группам сальмонелл. Возбудитель брюшного тифа (Salmonella Typhi) принадлежит к серологической группе D, возбудитель паратифа A (Salmonella Paratyphi A) — к серологической группе А, возбудитель паратифа В (Salmonella Paratyphi В) — к серологической группе В, возбудитель паратифа С (Salmonella Paratyphi С) — к серологической группе С. Полная антигенная структура этих микроорганизмов представлена в табл.6.

Антигенная структура возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В, С согласно схеме Кауфмана-Уайта (2001)

Примечание к таблице.

Схема Кауфмана-Уайта является таблицей антигенных формул известных сероваров сальмонелл и создана для целей практической идентификации штаммов. Детали, не нужные для определения серовара, в схеме не приводятся, однако некоторые из них будут обсуждены в данном примечании.

1. Антигены, входящие в состав О-антигенных комплексов, обусловленные фаговой конверсией, в схеме подчеркнуты (например, О-антиген 1 ). Эти антигены присутствуют только в том случае, если штаммы лизогенизированы соответствующим конвертирующим фагом.

2. [ ] = Факторы О-антигенного комплекса, указанные в квадратных скобках, могут присутствовать или отсутствовать у штаммов вне зависимости от фаговой конверсии (например, О-фактор [5] серогруппы В О : 4).

3. [ ] = Факторы Н-антигенов, заключенные в квадратные скобки, указывают, что они редко обнаруживаются и, как правило, были идентифицированы у «диких» штаммов. Например, подавляющее большинство штаммов S. Paratyphi А — монофазные. Они содержат Н-антиген 1-й фазы — «а». В редких случаях могут быть выделены дифазные штаммы S. Paratyphi А с антигеном 2-й фазы Н: 1,5. Поэтому в схеме в формуле этого серовара Н-антиген 2-й фазы указан в квадратных скобках [1,5].

4. Наиболее важными в идентификации возбудителя брюшного тифа и паратифа С являются идентификация Vi-антигена. Однако содержание этого антигена в культурах S. Typhi и S. Paratyphi С может варьировать. Соответственно количеству его в культурах, в частности S. Typhi, последние можно подразделить на три группы:

V-форма — содержит Vi-антиген в большом количестве и является О-инагглютинабельной;

W-форма — не имеет Vi-антигена и является О-агглютинабельной;

VW-форма — промежуточная, она содержит Vi-антиген и, тем не менее, является О-агглютинабельной.

Большинство штаммов S. Typhi содержит Vi-антиген, особенно развит он в свежевыделенных штаммах и культурах, выращиваемых при 37 °С.

Следует запомнить, что присутствие или отсутствие дополнительных О- или Н-факторов (подчеркнутых или в квадратных скобках) не влияет на определение серологического варианта штамма. В то же время, эти факторы интересны как эпидемиологические маркеры штаммов, принадлежащих к одному серовару.

5. Очень редко штаммы сальмонелл, включая возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С, могут обладать так называемой «R-фазой» Н-антигена.

В практических лабораториях такие штаммы не смогут быть идентифицированы до уровня серовара при традиционном серотипировании.

Дальнейшее детальное изучение таких штаммов (идентичных по ферментативным свойствам S. Typhi, S. Paratyphi А, В, С) должно проводиться в национальных (региональных) сальмонеллезных центрах. Как правило, подтвердить серовар у таких штаммов можно с помощью дополнительных методов (молекулярно-генетических).

В настоящее время отмечен неуклонный рост резистентности штаммов энтеробактерий к широкому спектру антимикробных препаратов. Уже во второй половине прошлого столетия были зарегистрированы вспышки брюшного тифа, вызванные возбудителем, резистентным к левомицетину (в Мексике). В развивающихся странах Южной Азии (Индия, Бангладеш, Вьетнам, Пакистан и Таджикистан) и Южной Африки, эндемичных по брюшному тифу, появились штаммы S. Typhi, резистентные к нескольким антимикробным препаратам, традиционно применявшимся в качестве терапии первой линии — ампициллину, хлорамфениколу (левомицетину) и ко-тримаксозолу, и их число стало стремительно увеличиваться. В последние годы в странах Азии полирезистентные штаммы составляют до 80% всех выделенных возбудителей, поэтому указанные препараты утратили свое значение при терапии брюшного тифа.

Современными препаратами выбора при лечении брюшного тифа и паратифов являются фторхинолоны. В ряде случаев, особенно при лечении детей, возможно применение цефалоспоринов третьего поколения. Однако штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте и обладающие пониженной чувствительностью к ципрофлоксацину, также становятся эндемичными для стран Азии.

Согласно действующим методическим указаниям по определению чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам МУК 4.12.1890-04* следует проводить определение чувствительности выделенного микроорганизма к АБП, если уровень его устойчивости не может быть предсказан на основании данных идентификации или вероятной таксономической принадлежности микроорганизма. Важной задачей является выявление приобретенной резистентности к АБП у природно-чувствительных к ним микроорганизмов. S. Typhi, как и сальмонеллы других сероваров, обладает природной чувствительностью к широкому спектру АБП. Но т.к. в последние годы отмечается распространение штаммов S. Typhi, резистентных к большинству традиционных антибактериальных препаратов, применявшихся ранее для лечения брюшного тифа, у всех выделенных культур S. Typhi необходимо в обязательном порядке определять чувствительность к АБП.
_______________

* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать МУК 4.2.1890-04, здесь и далее по тексту. — Примечание изготовителя базы данных.

Рекомендуемый перечень АБП, подлежащих исследованию при изучении чувствительности штаммов возбудителей брюшного тифа и паратифов (МУК 4.12.1890-04):

ампициллин;

цефалоспорин третьего поколения (цефотаксим и/или цефтазидим);

налидиксовая кислота*;

триметоприм-сульфаметоксазол (ко-тримоксазол);

хлорамфеникол**;

тетрациклин**.
________________
* В случае устойчивости к налидиксовой кислоте необходимо определить чувствительность к ципрофлоксацину, т.к. у штамма высока вероятность пониженной чувствительности к этому препарату. Действующие в нашей стране МУК 4.12.1890-04 рекомендуют включить в набор для тестирования Enterobacteriaceae из группы хинолонов только препараты, относящиеся к фторированным хинолонам (норфлоксацин, ципрофлоксацин или офлоксацин). В то же время, убедительно доказано, что устойчивость к этой группе антимикробных препаратов развивается ступенчато и затрагивает в первую очередь налидиксовую кислоту. Как правило, штаммы, резистентные к налидиксовой кислоте, характеризуются сниженной чувствительностью к фторхинолонам, хотя при тестировании их в лаборатории они рассматриваются как чувствительные к фторированным хинолонам согласно действующим критериям оценки (МПК 1 мг/л). В связи с этим целесообразно включить налидиксовую кислоту в перечень препаратов, обязательных для тестирования возбудителей брюшного тифа и паратифов А, В и С. Так как диско-диффузионный метод не позволяет уловить низкие уровни устойчивости к ципрофлоксацину, у штаммов, резистентных к налидиксовой кислоте, необходимо определять МПК ципрофлоксацина или других фторхинолонов методом серийных разведений.

** В перечень препаратов для определения чувствительности включены хлорамфеникол и тетрациклин; эти препараты не применяются в настоящее время для лечения, но результаты определения чувствительности к ним могут иметь определенное значение для эпидемиологического мониторинга. При проведении эпидемиологического надзора за антимикробной резистентностью, а также с целью проведения дополнительного типирования штаммов (внутри серовара) перечень исследуемых АБП может быть расширен.

Определение чувствительности штаммов S. Турhi, S. Paratyphi А, В и С к АБП следует проводить в строгом соответствии с МУК 4.12.1890-04 диско-диффузионным методом или методом серийных разведений с обязательным контролем качества проводимого исследования (с использованием контрольных референтных штаммов). Интерпретация результатов изучения штаммов представлена в табл.7.

Критерии интерпретации результатов определения чувствительности штаммов Enterobacteriaceae (в том числе S. Typhi, S. Paratyphi А, В и С) и пограничные значения диаметров зон подавления роста (мм) и МПК (мг/л) (МУК 4.12.1890-04)

Диаметр зон подавления роста и значения МПК

источник